Индукция синтеза шаперонов в нейрональных клетках человека блокирует старение, вызванное окислительным стрессом

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Окислительный стресс сопровождает многие патологии, характеризующиеся деградацией нейронов, приводя к более тяжелой форме течения этих заболеваний. Среди основных причин таких последствий – нарушение белкового гомеостаза и запуск необратимых процессов деградации клеточного цикла и клеточной физиологии, приводящих к старению. Нами предложен новый подход к борьбе со старением, вызванным окислительным стрессом, основанный на использовании низкомолекулярного индуктора синтеза шаперонов – одной из защитных систем клетки, регулирующей протеостаз и апоптоз. Представлены данные, демонстрирующие способность производного пирролилазина – PQ-29 – индуцировать накопление шаперонов в нейрональных клетках человека и предотвращать развитие старения, вызванного окислительным стрессом.

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

Окислительный стресс сопровождает подавляющее большинство патологий, характеризующихся деградацией нейронов, включая нейродегенеративные заболевания, черепно-мозговые травмы, инсульты и т.д. При этом, с одной стороны, появление активных форм кислорода (АФК) в нейрональных клетках вызывает повреждение белков, липидов и ДНК и, соответственно, провоцирует процессы клеточного старения, что в свою очередь повышает риск развития других сопутствующих заболеваний.

Основным источником и мишенью АФК в клетке являются митохондрии. АФК могут вызывать коллапс мембранного потенциала митохондрий, разрушение ультраструктуры митохондрий и истощение ATP [1]. Повреждение митохондрий способно приводить к некрозу или апоптозу. Кроме того, окислительный стресс и митохондриальная дисфункция могут активировать пути p53/p21 и Rb/p16 [2]. Оба эти пути увеличивают экспрессию и активность β-галактозидазы, связанной со старением. Таким образом, борьба с повреждающими клетку последствиями окислительного стресса является важной частью терапии большинства нейродегенеративных процессов.

Один из важных факторов защиты нервных клеток – наличие белков теплового шока (HSP, шапероны). Эти белки играют значимую роль в предотвращении различных путей гибели клеток, они необходимы для таргетирования и разрушения поврежденных белков внутри клетки. Например, шаперон Hsp70 может предотвращать образование апоптосом, взаимодействовать с индуцирующим апоптоз фактором AIF и проапоптотическим белком Bim, а также препятствует активации каспаз-3 и -7 [3–5].

Другой шаперон, белок Hsp90, также подавляет активацию сигнальных систем клеточной смерти. Установлено, что Hsp90 препятствует образованию апоптосом, прикрепляясь к Apaf-1, тем самым предотвращая его олигомеризацию и привлечение каспазы-9, необходимой для образования апоптосом [6]. Важно отметить, что как Hsp70, так и Hsp90 связывают денатурированные, неправильно свернутые белки, в том числе вследствие чрезмерного окисления, и предотвращают их предрасположенность к образованию олигомеров и агрегатов [7].

Другие важные белки, необходимые для правильной работы шаперонной машины, – это кошапероны – полипептиды, содержащие j-домен, в частности Hsp40. Кошаперонные белки регулируют образование комплексов между Hsp70 и клиентскими белками, таким образом участвуя в распознавании и деградации денатурированных и окисленных белков [8].

В этом контексте интересен потенциал использования химических соединений для стимуляции белков теплового шока в качестве средства защиты нервной системы. Соединения, способные вызывать накопление шаперонов в клетках, продемонстрировали свою эффективность в моделях болезней Паркинсона [9] и Альцгеймера [10], вторичного повреждения после черепно-мозговой травмы [11] и многих других [12]. Ранее мы обнаружили, что некоторые соединения, относящиеся к классу пирролилазинов, способны активировать синтез и накопление шаперонов, что приводило к терапевтическому эффекту в модели болезни Альцгеймера in vitro [13]. Одним из наиболее эффективных соединений является 3-(5-фенил-1H-пиррол-2-ил)хиноксалин-2(1H)-он (PQ-29). В данной работе мы изучили способность этого соединения предотвращать развитие старения, вызванного окислительным стрессом в нейрональных клетках человека.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Нейрональные клетки

Для подтверждения шаперон-индуцирующих и нейропротекторных эффектов пирролилазинов мы использовали мезенхимальные стволовые клетки, полученные из пульпы зуба человека (MSC-DP), как описано ранее [14]. Клетки MSC-DP получены из «Коллекции культур клеток позвоночных», поддержанной грантом Министерства образования и науки Российской Федерации (Соглашение № 075-15-2021-683). Клетки культивировали в среде DMEM/F12 (Gibco, США) с добавлением 10% сыворотки плода крупного рогатого скота (FBS; Gibco, США), 100 ед./мл пенициллина и 0.1 мг/мл стрептомицина («БиолоТ», Россия) при температуре 37°С и 5% CO2.

Затем фенотип клеток изменяли на нейрональный (MSC-Neu), инкубируя в течение 5 дней в среде Neurobasal (BioinnLabs, Россия) с добавлением компонента Neuromax (PanEco, Россия), 3% сыворотки плода крупного рогатого скота, 100 ед./мл пенициллина и 0.1 мг/мл стрептомицина (PanEco). Нейрональный фенотип верифицировали, анализируя экспрессию панели маркеров зрелых нейронов [15, 16], включая β3-тубулин, NeuN, MAP2, синаптофизин (Syp), PSD95 и NeuroD1, с использованием полимеразной цепной реакции в реальном времени (ОТ-ПЦР).

Выделение РНК и ПЦР в реальном времени

РНК выделяли с помощью ExtractRNA (АО «Евроген», Москва, Россия), а затем проводили обратную транскрипцию с помощью набора MMLVRT (АО «Евроген») в соответствии с инструкциями производителя. ОТ-ПЦР проводили с использованием системы детекции ПЦР в реальном времени CFX96 (BioRad, США) и qPCRmix-HSSYBR (АО «Евроген») в соответствии с протоколом производителя. Подлинность ампликонов подтверждали с помощью анализа кривой плавления. Последовательности праймеров представлены в табл. 1, все праймеры синтезированы в АО «Евроген». Параметры ПЦР были следующими: 5 мин предварительной денатурации при 95°C, затем 40 циклов по 30 с при 95°C, 30 с при 65°C и 30 с при 70°C. Данные анализировали на кратность изменения с использованием программного обеспечения BioRadCFX.

 

Таблица 1. Праймеры, использованные в исследовании

Ген

Праймер, нуклеотидная
последовательность

Актин

F – 5’-TCAATGTCCCAGCCATGTATGT-3’

R – 5’-GTGACACCATCTCCAGAGTCC-3’

NeuN

F – 5’-CAAGGACGGTCCAGAAGGAG-3’

R – 5’-GGTAGTGGGAGGTGAGGTCT-3’

MAP2

F – 5’-GGAGGGCGCTAAGTCCG-3’

R – 5’-AAAATCTGGGCGCAGAAACTG-3’

NeuroD1

F – 5’-TCTTCCACGTTAAGCCTCCG-3’

R – 5’- CCATCAAAGGAAGGGCTGGT-3’

β3-тубулин

F – 5’-CCATGAAGGAGGTGGACGAG-3’

R – 5’-ACGTTGTTGGGGATCCACTC-3’

Syp

F – 5’-CTTCGCCATCTTOGCCTTTG-3’

R – 5’-TCACTCTCGGTCTTGTTGGC-3’

PSD95

F – 5’-GGATATGTGAACGGGACCGA-3’

R – 5’-AAGCCCAGACCTGAGTTACC-3’

p16

F – 5’-ATAGTTACGGTCGGAGGCCG-3’

R – 5’-CACGGGTCGGGTGAGAGTG-3’

p21

F – 5’-CTCAGAGGAGGCGCCATGT-3’

R – 5’-CGCCATTAGCGCATCACAG-3’

 

Анализ старения

Активность β-галактозидазы в клетках MSC-DP или MSC-Neu оценивали с помощью набора β-Glo (Promega, Великобритания) в соответствии с инструкциями производителя. Затем измеряли сигнал люминесценции с помощью прибора VarioscanLux (ThermoFisherScientific, США).

Электрофорез и вестерн-блот-анализ

Клетки MSC-Neu обрабатывали пероксидом водорода в концентрации 100 мкМ в течение 2 ч, а затем подвергали воздействию PQ-29 в концентрации 0.5, 2, 8 или 300 мкМ в течение 1 или 2 ч. После этого клетки лизировали, лизаты использовали для электрофореза и блотинга в соответствии с ранее описанным протоколом [17], результаты анализировали с помощью антител к Hsp40 (клон J32), Hsp70 (клон 3C5) [18], Hsp90 (ThermoFisherScientific, США) и тубулину (ThermoFisherScientific) в качестве контроля нагрузки. В качестве вторичных антител использовали конъюгированные с пероксидазой хрена козьи антимышиные и козьи антикроличьи антитела («Репертуар», Россия). Интенсивность полос рассчитывали в условных единицах (у. е.) с использованием программного обеспечения TotalLabQuant 1.0 (TotalLab, Gosforth, Великобритания), данные нормировали по средней интенсивности окрашивания тубулина.

Анализ цитотоксичности

Цитотоксические эффекты PQ-29 оценивали, используя анализ активности дегидрогеназ по Моссману (MTT), согласно [19]. LC50 определяли на основе результатов эксперимента, в котором клетки MSC-Neu инкубировали с PQ-29 в концентрации от 0.05 до 1000 мкМ. После 48 ч инкубации проводили MTT-тест. Каждый эксперимент проводили в четырех повторностях.

Для оценки развития процессов некроза и апоптоза клетки помещали в 96-луночный планшет и обрабатывали бромистым этидием и акридиновым оранжевым в фосфатно-солевом буфере (PBS) в концентрации 5 мг/мл для каждого красителя. Затем окрашенные клетки исследовали с помощью Zeiss Axioscope (Carl Zeiss, Германия).

Статистический анализ

Рассчитывали среднее значение ± стандартное отклонение. Данные анализировали с использованием непараметрического теста Манна–Уитни с помощью программного обеспечения GraphPadPrism 8. Каждый эксперимент проводили минимум 3 раза. Величины p < 0.05 считали статистически значимыми.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Первым этапом нашей работы стала проверка модели старения нейрональных клеток человека, индуцированного окислительным стрессом. С этой целью использовали мезенхимальные стволовые клетки человека из пульпы зуба MSC-DP, перепрограммированные в нейрональный фенотип – MSC-Neu. Для проверки приобретения нейронального фенотипа MSC-Neu после процедуры дифференцировки мы анализировали с помощью ОТ-ПЦР маркеры нейронального фенотипа – β3-тубулин, MAP2, синаптофизин, NeuroD1, PSD95 и NeuN. По данным ОТ-ПЦР количество мРНК исследуемых генов существенно возросло после дифференцировки. Так, экспрессия маркеров зрелых нейронов (а именно, синаптофизина, NeuroD1, PSD95, NeuN) увеличилась примерно в 3 раза (рис. 1А). Экспрессия более ранних нейрональных маркеров (β3-тубулин, MAP2) также увеличилась, но не так значительно – примерно в 1.4–1.5 раза.

 

Рис. 1. Пероксид водорода вызывает старение в перепрограммированных человеческих нейронах MSC-Neu. А – анализ экспрессии нейрональных маркеров в клетках MSC-DP (до дифференцировки) и MSC-Neu (после дифференцировки). В качестве контроля использовали мРНК актина. Б – инкубация клеток MSC-Neu в течение 1 и 2 ч в присутствии пероксида водорода в концентрации 100 и 300 мкМ вызывает увеличение активности β-галактозидазы. В – инкубация клеток MSC-Neu в течение 1 и 2 ч в присутствии пероксида водорода в концентрации 100 и 300 мкМ вызывает увеличение уровней мРНК p16 (верхняя панель) и p21 (нижняя панель). Представлены средние значения ± стандартное отклонение из трех отдельных экспериментов, а наблюдаемые различия статистически значимы при *p < 0.05 (тест Манна–Уитни)

 

Далее мы проверили способность пероксида водорода вызывать старение в нейрональных клетках человека. Для этого клетки MSC-Neu культивировали в присутствии 100 или 300 мкМ пероксида водорода в течение 1 или 2 ч. Затем в клетках определяли активность известного маркера старения, фермента β-галактозидазы с помощью набора β-Glo (рис. 1Б). Обнаружено, что культивирование клеток MSC-Neu в присутствии пероксида водорода в течение 1 ч приводило к увеличению активности β-галактозидазы на 4.4 и 6.2% при использовании 100 и 300 мкМ пероксида водорода соответственно. Культивирование клеток MSC-Neu в присутствии 100 и 300 мкМ пероксида водорода в течение 2 ч привело к увеличению активности β-галактозидазы на 24.2 и 28.1% соответственно.

Для подтверждения релевантности изменения активности β-галактозидазы оценивали изменения в экспрессии генов белков p16 и p21, которые играют важную роль в двух ключевых каскадах, инициирующих старение. Используя метод ОТ-ПЦР, обнаружили, что инкубация клеток в присутствии 100 мкМ пероксида водорода в течение 1 ч привела к увеличению количества мРНК p16 и p21 в 1.68 и 2.93 раза соответственно, а в течение 2 ч – в 2.55 и 6.78 раза соответственно (рис. 1В). Использование более высоких концентраций пероксида водорода не вызвало увеличения количества мРНК p16 или p21, по-видимому, из-за высокой токсичности. В дальнейших экспериментах по моделированию старения, вызванного окислительным стрессом, мы культивировали MSC-Neu в присутствии 100 мкМ пероксида водорода в течение 2 ч.

Следующим этапом нашей работы стало изучение способности соединения PQ-29 (структурная формула представлена на рис. 2А) вызывать активацию синтеза и накопление шаперонов в нейрональных клетках, состарившихся в условиях окислительного стресса. Ранее мы установили способность PQ-29 индуцировать синтез шаперонов в нейрональных клетках, однако необходимо было убедиться, что PQ-29 может влиять и на стареющие клетки. Мы использовали метод ОТ-ПЦР для оценки количества мРНК шаперонов в клетках MSC-Neu, состарившихся в условиях окислительного стресса, после их культивирования в присутствии PQ-29 в течение 6 ч. Обнаружено, что экспрессия основных индуцибельных шаперонов, т.е. Hsp40, Hsp70 и Hsp90, увеличивалась после обработки клеток PQ-29, состарившихся в условиях окислительного стресса. Так, использование 8 мкМ PQ-29 вызвало увеличение количества мРНК Нsp40 в 1.95 раза, Нsp70 в 1.97 раза и Нsp90 в 1.82 раза (рис. 2Б). Далее с помощью вестерн-блотинга оценили количество шаперонов в клетках MSC-Neu после их культивирования в присутствии PQ-29 в течение 24 ч. Показано, что использование 8 мкМ PQ-29 привело к увеличению количества Hsp40 в 1.87 раза, Hsp70 в 1.93 раза и Hsp90 в 2.2 раза (рис. 2В,Г).

 

Рис. 2. PQ-29 увеличивает количество шаперонов в MSC-Neu при окислительном стрессе в нетоксичных дозировках. А – структурная формула PQ-29. Б – экспрессия шаперонов в клетках MSC-Neu после инкубации с PQ-29 в течение 6 ч. В – вестерн-блот-анализ содержания Hsp90, Hsp70 и Hsp40 в лизатах клеток MSC-Neu, инкубированных с PQ-29 в указанных концентрациях в течение 24 ч. В качестве контроля нагрузки использовали тубулин. Представлены репрезентативные изображения. Г – соотношение интенсивностей полос Hsp90, Hsp70 и Hsp40 и тубулина, нормализованные по отношению к контрольным клеткам. Д – определение LC50 для PQ-29 при воздействии на культуру клеток MSC-Neu в условиях окислительного стресса. Приведены средние значения ± стандартное отклонение, вычисленные по результатам трех экспериментов, наблюдаемые различия статистически значимы при *p< 0.05 (тест Манна–Уитни)

 

Ранее мы установили, что PQ-29 обладает низкой цитотоксичностью [13], но нам нужно было убедиться, что его цитотоксичность не увеличится при воздействии на клетки, состаренные окислительным стрессом. Для этого с помощью метода МТТ определили величину LC50 PQ-29 для клеток MSC-Neu, состаренных под воздействием окислительного стресса (рис. 2Д). Обнаружено, что величина LC50 в таких условиях равна 271.9 мкМ. Таким образом, PQ-29 в использованных концентрациях не оказывал существенного цитотоксического эффекта на состаренные клетки.

На заключительном этапе работы изучали способность PQ-29 предотвращать старение и деградацию нейронов, вызванные окислительным стрессом. Стареющие под действием окислительного стресса клетки MSC-Neu культивировали с PQ-29 в различных концентрациях, а затем оценивали активность β-галактозидазы (с помощью набора β-Glo) и жизнеспособность клеток (окрашивание акридиновым оранжевым). Обнаружено, что PQ-29 в концентрации 2 и 8 мкМ предотвращал повышение активности β-галактозидазы, вызванное окислительным стрессом, на 9.4 и 24.3% соответственно (рис. 3А). Далее мы проанализировали уровень экспрессии генов белков p16 и p21 – известных маркеров старения – в стареющих клетках MSC-Neu в присутствии PQ-29. Оказалось, что PQ-29 в концентрации 8 мкМ предотвращал увеличение экспрессии p16, вызванное окислительным стрессом, на 78.3% (рис. 3Б, левая панель). Одновременно PQ-29 в концентрациях 2 и 8 мкМ предотвращал увеличение экспрессии p21 на 54.7 и 47.8% (рис. 3Б, правая панель). Наконец, с помощью окрашивания акридиновым оранжевым мы определили долю клеток, состарившихся из-за окислительного стресса, которые перешли в апоптоз или некроз, и прояснили способность PQ-29 предотвращать гибель клеток. Показано, что PQ-29 в концентрации 2 и 8 мкМ предотвращал развитие как некроза, так и апоптоза нейрональных клеток. При этом доля некротических клеток снизилась с 19.6 до 17.1 и 12.2% (при использовании PQ-29 в концентрациях 2 и 8 мкМ соответственно), а доля апоптотических клеток – с 25.6 до 11.4 и 5.8% (при использовании 2 и 8 мкМ PQ-29 соответственно). Таким образом, применение PQ-29 в концентрации 2 и 8 мкМ приводило к увеличению доли наивных клеток с 54.7 до 71.5 и 82% соответственно (рис. 3В). Эти данные свидетельствуют о том, что PQ-29 способен предотвращать клеточное старение, вызванное окислительным стрессом.

 

Рис. 3. PQ-29 предотвращает старение, вызванное окислительным стрессом, в клетках MSC-Neu. A – активность β-галактозидазы в клетках MSC-Neu через 24 ч культивирования в присутствии PQ-29 и индукция старения пероксидом водорода. Результаты получены с использованием набора для анализа активности β-галактозидазы млекопитающих. Б – экспрессия p16 (левая панель) и p21 (правая панель) в клетках MSC-Neu через 24 ч культивирования в присутствии PQ-29 и индукция старения пероксидом водорода. В – результат окрашивания акридиновым оранжевым. Измеряли долю живых, апоптотических и некротических клеток MSC-Neu после 24 ч культивирования в присутствии PQ-29, а также индукцию старения пероксидом водорода. Представлены средние значения ± стандартное отклонение, полученные из результатов трех экспериментов, различия считали статистически значимыми при *p < 0.05 (тест Манна–Уитни)

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Хорошо известно, что окислительный стресс – один из распространенных молекулярных механизмов, отсутствие адекватного ответа антиоксидантных систем клеток на который приводит к развитию разных патологий. Отчасти это связано с неспособностью систем белкового гомеостаза справляться с возрастающим количеством поврежденных или мутантных белков [20]. Другим механизмом негативного влияния окислительного стресса является запуск необратимых процессов нарушения клеточного цикла и клеточной физиологии, приводящих к старению. Одним из способов защиты клеток, в том числе нейрональных, испытывающих окислительный стресс, помимо антиоксидантов является использование индукторов синтеза шаперонов, способных повышать устойчивость нейронов к окислительному стрессу (рис. 4). Аналогичные работы проводились и ранее. Например, показано, что индуктор синтеза шаперонов U133 повышает устойчивость клеток глиобластомы крысы С6 к воздействию АФК [17]. Более того, активация синтеза шаперонов снижает протеотоксическую нагрузку на клетки, вызванную окислительным стрессом [21].

 

Рис. 4. Иллюстрация принципа действия низкомолекулярных индукторов синтеза шаперонов для защиты нейрональных клеток от окислительного стресса

 

С другой стороны, помимо снижения вызванной окислительным стрессом «острой» токсичности – окисления белков и липидов и активации апоптоза – важным фактором, оказывающим влияние на функционирование нейронов, являются отсроченные негативные процессы, в том числе запуск механизмов старения. Известно, что шапероны предотвращают активацию старения через сигнальные пути p53/p21 и Rb/p16 [2], однако исследования, в которых показана эта регуляция, проведены на опухолевых клетках и не могут считаться в полной мере релевантными в контексте нейродегенеративных процессов. Более того, по мере прогрессирования патологий различного генеза, как правило, наблюдается снижение экспрессии шаперонов в нейрональных клетках; в частности, этот феномен установлен при черепно-мозговой травме, инсульте и болезни Альцгеймера.

Индукторы синтеза шаперонов давно и успешно изучаются в качестве перспективных нейропротекторных препаратов, в настоящее время один из индукторов шаперонов – Аримокломол – проходит клинические испытания [22]. Однако данные о возможном влиянии индукторов на процесс старения отсутствуют. В данной работе соединение PQ-29 предложено в качестве агента, способного активировать синтез ключевых шаперонов Hsp70 и Hsp90, а также кошаперона Hsp40. Использование PQ-29 позволило не только остановить отсроченный цитотоксический эффект окислительного стресса, но и предотвратить инициацию старения нейрональных клеток под воздействием АФК. Отдельно отметим, что параметр LC50 для PQ-29 при воздействии на старые нейроны оказался ниже, чем при воздействии на нейроны, не подверженные окислительному стрессу: 271 против 494 мкМ [10]. Это свидетельствует о том, что устойчивость клеток, стареющих под действием окислительного стресса, снижается из-за воздействия химических агентов.

Ранее мы синтезировали некоторые соединения пирролилазина (в том числе PQ-29) и установили их способность индуцировать синтез белков теплового шока и оказывать защитное действие на нейроны при болезни Альцгеймера или после черепно-мозговой травмы [11, 13, 23]. Кроме того, подтверждена способность производных пирролилазина индуцировать синтез шаперона Hsp70 как в молодых, так и в старых перепрограммированных нейронах человека MSCWJ-Neu. В представленном исследовании установлена способность производного пирролилазина PQ-29 предотвращать развитие старения, вызванного окислительным стрессом (рис. 4). В совокупности эти данные позволяют утверждать, что подобные соединения обладают выраженной нейропротекторной активностью.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда, проект № 23-74-10117 и проект № 22-13-00298 (синтез и очистка соединения PQ-29).

Авторы выражают благодарность А.М. Кольцовой за любезно предоставленные клетки MSC-DP, а также Т.В. Вонц за помощь с иллюстрациями.

×

Об авторах

E. A. Дутышева

Институт цитологии РАН

Email: lazarev@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

Л. С. Кузнецова

Институт цитологии РАН

Email: lazarev@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

И. A. Утепова

Уральский Федеральный университет им. Первого президента России Б.Н. Ельцина; Институт органического синтеза им. И.Я. Постовского УрО РАН

Email: lazarev@incras.ru
Россия, 620002, Екатеринбург; 620108, Екатеринбург

Б. А. Маргулис

Институт цитологии РАН

Email: lazarev@incras.ru
Россия, 1940604, Санкт-Петербург

И. В. Гужова

Институт цитологии РАН

Email: lazarev@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

В. Ф. Лазарев

Институт цитологии РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: lazarev@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Hu Y., Shao Z., Cai X., Liu Y., Shen M., Yao Y., Yuan T., Wang W., Ding F., Xiong L. // Spine (Phila. Pa. 1976). 2019. V. 44. P. 585–595.
  2. Zhang S., Liu W., Wang P., Hu B., Lv X., Chen S., Wang B., Shao Z. // Mol. Cell. Biochem. 2021. V. 476. P. 1979–1994.
  3. Guo Z., Song T., Wang Z., Lin D., Cao K., Liu P., Feng Y., Zhang X., Wang P., Yin F., et al. // J. Biol. Chem. 2020. V. 295. P. 12900–12909.
  4. Kroemer G. // Sci. World J. 2001. V. 1. P. 590.
  5. Komarova E.Y., Afanasyeva E.A., Bulatova M.M., Cheetham M.E., Margulis B.A., Guzhova I.V. // Cell Stress Chaperones. 2004. V. 9. P. 265–275.
  6. Pandey P., Saleh A., Nakazawa A., Kumar S., Srinivasula S.M., Kumar V., Weichselbaum R., Nalin C., Alnemri E.S., Kufe D., Kharbanda S. // EMBO J. 2000. V. 19. № 16. P. 4310–4322. https://doi.org/10.1093/emboj/19.16.4310 .
  7. Paul S., Mahanta S. // Mol. Cell. Biochem. 2014. V. 386. P. 45–61.
  8. Fan C.Y., Lee S., Cyr D.M. // Cell Stress Chaperones. 2003. V. 8. P. 309.
  9. Ekimova I.V., Plaksina D.V., Pastukhov Y.F., Lapshina K.V., Lazarev V.F., Mikhaylova E.R., Polonik S.G., Pani B., Margulis B.A., Guzhova I.V., et al. // Exp. Neurol. 2018. V. 306. P. 199–208.
  10. Zhao Y., Zhao H., Lobo N., Guo X., Gentleman S.M., Ma D. // J. Alzheimers. Dis. 2014. V. 41. P. 835–844.
  11. Dutysheva E.A., Mikeladze M.A., Trestsova M.A., Aksenov N.D., Utepova I.A., Mikhaylova E.R., Suezov R.V., Charushin V.N., Chupakhin O.N., Guzhova I.V., et al. // Pharmaceutics. 2020. V. 12. № 5. P. 414.
  12. Adachi H., Katsuno M., Waza M., Minamiyama M., Tanaka F., Sobue G. // Int. J. Hyperthermia. 2009. V. 25. № 8. P. 647–654.
  13. Dutysheva E.A., Utepova I.A., Trestsova M.A., Anisimov A.S., Charushin V.N., Chupakhin O.N., Margulis B.A., Guzhova I.V., Lazarev V.F. // Eur. J. Med. Chem. 2021. V. 222. P. 113577.
  14. Koltsova A.M., Zenin V.V., Turilova V.I., Yakovleva T.K., Poljanskaya G.G. // Tsitologiia. 2018. V. 60. № 12. P. 955–968.
  15. Gingras M., Champigny M.F., Berthod F. // J. Cell. Physiol. 2007. V. 210. № 2. P. 498–506.
  16. Mature neuron markers. Abcam. https://www.abcam.com/neuroscience/mature-neurons-markers-and-their-functions .
  17. Lazarev V.F., Nikotina A.D., Mikhaylova E.R., Nudler E., Polonik S.G., Guzhova I.V., Margulis B.A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2016. V. 470. № 3. P. 766–771.
  18. Meshalkina D.A., Shevtsov M.A., Dobrodumov A.V., Komarova E.Y., Voronkina I.V., Lazarev V.F., Margulis B.A., Guzhova I.V. // Oncotarget. 2016. V. 7. P. 7872.
  19. Mosmann T. // J. Immunol. Methods. 1983. V. 65. № 1–2. P. 55–63.
  20. Balchin D., Hayer-Hartl M., Hartl F.U. // Science. 2016. V. 353. № 6294. P. 4354.
  21. Ulrich K. // Biochem. Soc. Trans. 2023. V. 51. № 3. P. 1169–1177.
  22. Kirkegaard T., Gray J., Priestman D.A., Wallom K.L., Atkins J., Olsen O.D., Klein A., Drndarski S., Petersen N.H.T., Ingemann L., et al. // Sci. Transl. Med. 2016. V. 8. № 355. P. 355.
  23. Lazarev V.F., Dutysheva E.A., Mikhaylova E.R., Trestsova M.A., Utepova I.A., Chupakhin O.N., Margulis B.A., Guzhova I.V. // Molecules. 2022. V. 27. P. 8950.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Рис. 1. Пероксид водорода вызывает старение в перепрограммированных человеческих нейронах MSC-Neu.

Скачать (424KB)
3. Рис. 2. PQ-29 увеличивает количество шаперонов в MSC-Neu при окислительном стрессе в нетоксичных дозировках.

Скачать (568KB)
4. Рис. 3. PQ-29 предотвращает старение, вызванное окислительным стрессом, в клетках MSC-Neu.

Скачать (479KB)
5. Рис. 4. Иллюстрация принципа действия низкомолекулярных индукторов синтеза шаперонов для защиты нейрональных клеток от окислительного стресса

Скачать (422KB)

© Дутышева E.A., Кузнецова Л.С., Утепова И.A., Маргулис Б.А., Гужова И.В., Лазарев В.Ф., 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах