Сравнительный анализ содержания моноаминов как нейрогормонов в ликворе и крови крыс в онтогенезе

Полный текст

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

3-МТ – 3-метокситирамин; 5-ГТ – 5-гидрокситриптамин (серотонин); А – адреналин; АД – альдегиддегидрогеназа; ГВК – гомованилиновая кислота; ГИУК – 5-гидроксииндолуксусная кислота; ДβГ – дофамин-β-гидроксилаза; ДА – дофамин; ДГБА – 3,4-дигидроксибензиламин; ДОФУК – 3,4-дигидроксифенилуксусная кислота; КОМТ – катехол-О-метилтрансфераза; МАО – моноаминоксидаза; НА – норадреналин; П – постнатальный день; ФМТ – фенилэтаноламин-N-метилтрансфераза; Э – эмбриональный день.

ВВЕДЕНИЕ

Важную роль в регуляции работы мозга в виде объемной нейротрансмиссии (действие на всю поверхность нейрона) и синаптической нейротрансмиссии (действие в области синапса) играют моноамины – дофамин, норадреналин и серотонин, продуцируемые нейронами мозга [1]. У взрослых животных моноамины в мозге обеспечивают обратимую ауторегуляцию синтезирующих их нейронов, а также регуляцию нейронов-мишеней другой ергичности. В перинатальном периоде онтогенеза моноамины, действуя на те же самые рецепторы на нейронах-мишенях, оказывают необратимое морфогенетическое влияние на развитие этих нейронов и мозга в целом [2–5].

Опубликованы доказательства того, что моноамины нейронального происхождения, содержащиеся в ликворе желудочков мозга, поступают в мозг и участвуют в объемной нейротрансмиссии в качестве нейрогормонов, чему способствует отсутствие для них ликвор-энцефалического барьера [1, 6]. Хотя моноамины также синтезируются в периферических органах и поступают в кровеносные сосуды, их нейрогормональное влияние на мозг возможно только до закрытия гематоэнцефалического барьера, что происходит в раннем постнатальном периоде [7]. Тем не менее, незначительный обмен моноаминов между ликвором и кровью возможен в течение всего онтогенеза – в области (а) хориоидных сплетений в боковых желудочках, где вещества поступают из плазмы в ликвор; (б) в месте перехода желудочков в каудальной области мозга в сосудистую систему; (в) в циркумвентрикулярных органах мозга, лишенных гематоэнцефалического барьера [7, 8].

Несмотря на обилие работ, констатирующих наличие физиологически активных веществ, включая моноамины, в ликворе и в крови, до сих пор не изучена динамика изменений уровня моноаминов в этих гуморальных средах в онтогенезе. Кроме того, отсутствует оценка градиента концентраций моноаминов на границе ликвор–кровь на различных этапах онтогенеза. Учитывая наши последние данные об отсутствии ликвор-энцефалического барьера для моноаминов в онтогенезе крыс [9], концентрация моноаминов в межклеточном пространстве в перивентрикулярной области мозга должна быть такой же, как в ликворе. Получение ответа на поставленные вопросы позволит определить, на каких этапах онтогенеза концентрация моноаминов в ликворе достаточно высока для их участия в качестве нейрогормонов в регуляции функционирования и развития мозга.

Исходя из вышеизложенного, цель нашей работы состояла в проведении сравнительного анализа уровня моноаминов в ликворе и в крови крыс в онтогенезе как показателя возрастных особенностей их поступления в указанные гуморальные среды и участия в качестве нейрогормонов в объемной нейротрансмиссии в мозге. Для достижения цели поставлены следующие задачи: (а) определить концентрацию моноаминов (дофамина, норадреналина, адреналина и серотонина) как показателя секреторной активности соответствующих нейронов в ликворе крыс на 18-й эмбриональный день (Э18), на 5-й постнатальный день (П5) и П30; (б) определить концентрацию моноаминов у тех же животных в плазме; (в) оценить соотношение концентрации моноаминов в ликворе и в плазме как интегрального показателя существования барьеров для моноаминов между желудочками мозга и общей системой циркуляции.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Животные

В работе использованы крысы Вистар – самки и самцы на 18-й эмбриональный день (Э18), самцы на 5-й постнатальный день (П5) и на П30 (рис. 1). Для получения датированного потомства использованы беременные самки крыс весом 250–350 г. День обнаружения сперматозоидов во влагалищных мазках принимали за Э1, а день родов – П1. Животных содержали в стандартных условиях вивария при свободном доступе к пище и воде и 12-часовом режиме день–ночь. Эксперименты проводили в соответствии с требованиями Национальных институтов здоровья (NIH Guide for the Careand Use of Laboratory Animals) и комитета по биоэтике Института биологии развития им. Н.К. Кольцова (протокол № 3 от 10.09.2020 и протокол № 44 от 24.12.2020).

 

Рис. 1. Схема экспериментов на крысах на 18-й эмбриональный день (Э18), 5-й постнатальный день (П5) и П30: получение ликвора и плазмы крови, определение концентрации моноаминов и продуктов деградации в ликворе и плазме, определение коэффициента проницаемости барьера ликвор–кровь для моноаминов. ВЭЖХ-ЭД – высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической детекцией

 

Все манипуляции с животными проводили под наркозом хлоралгидратом (Sigma, США) в дозе 100 мг/кг на П5, 400 мг/кг на П30 и Э18 или 1% изофлурана на П30 (Laboratorios Karizoo, Испания).

Получение ликвора и крови крыс на Э18, П5 и П30

У крыс на Э18 (n = 112), П5 (n = 30) и П30 (n = 20) получали ликвор (рис. 1). Крысам на 18-й день беременности проводили лапаротомию, плоды извлекали из матки, не прерывая целостности пупочного канатика. После этого в каждый из боковых желудочков плодов по ранее описанной методике вводили стеклянную микроканюлю [10], соединенную тефлоновой трубкой с гамильтоновым шприцом, заполненным физраствором. Кончик канюли заполняли небольшим пузырьком воздуха, чтобы физраствор не смешался с ликвором. Из обоих желудочков плода получали в среднем 1.5 ± 0.5 мкл ликвора.

Ликвор у крыс на П5 и П30 получали из цистерны магна по ранее описанной методике [11]. Для этого голову животного фиксировали в стереотаксическом приборе (NarishigeLab, Япония) и обеспечивали доступ к цистерне магна. После этого в цистерну магна стереотаксически вводили стеклянную микроканюлю, соединенную с гамильтоновым шприцом, используя описанную выше систему. От каждой крысы на П5 получали 25 ± 10 мкл, а на П30 – 55 ± 15 мкл ликвора. В образцы ликвора добавляли HClO₄ в конечной концентрации 0.1 М и 3,4-дигидроксибензиламин (ДГБА) (Sigma, США) – внутренний стандарт для определения моноаминов и продуктов деградации – в конечной концентрации 25 пмоль. В качестве одного образца на Э18 использовали ликвор, полученный от 14 плодов, а на П5 и П30 – ликвор от трех животных. Ликвор замораживали в жидком азоте и хранили при -70^оС до определения моноаминов (дофамина, норадреналина и серотонина), а также основных продуктов их деградации – 3,4–дигидроксифенилуксусной кислоты (ДОФУК), 3-метокситирамина (3-МТ), гомованилиновой кислоты (ГВК) и 5-гидроксииндолуксусной кислоты (ГИУК) (рис. 2).

 

Рис. 2. Схемы синтеза катехоламинов и деградации дофамина (А) и деградации серотонина (Б). ДА – дофамин; НА – норадреналин; А – адреналин; ДОФУК – 3,4-дигидроксифенилуксусная кислота; 3-МТ – 3-метокситирамин; ГВК – гомованилиновая кислота; 5-ГТ – 5-гидрокситриптамин (серотонин); ГИУК – 5-гидроксииндолуксусная кислота

 

На П30 ликвор получали не только из цистерны магна, но из боковых желудочков. С этой целью крысам (n = 4) под изофлурановым наркозом в боковой желудочек мозга стереотаксически по рассчитанным в соответствии с атласом мозга [12] координатам (–0.4 мм каудальнее и 1.4 мм латеральнее брегмы; 2.2 мм вглубь) вводили направляющую канюлю для микродиализного зонда (CMA-11 Guide Cannula, CMA, Швеция). Канюлю фиксировали на кости черепа с помощью микроболтов и стоматологического полимера («Протакрил-М», Украина). Через 48 ч в направляющую канюлю вводили микродиализный зонд (CMA 11 55 kDa Microdialysis Probe, CMA, Швеция), заполненный искусственным ликвором (мМ): 147 NaCl; 2.7 KCl; 1 MgCl₂; 1.2 CaCl₂. С помощью тефлоновых трубочек зонд подсоединяли к насосу для микродиализа CMA 4004 (CMA, Швеция). Микродиализ начинали через 3 ч после введения зонда – боковые желудочки перфузировали в течение 20 мин со скоростью 2 мкл/мин. К полученному диализату добавляли 4 мкл 1 н. НClO₄, замораживали в жидком азоте и хранили при -70°С до определения моноаминов и продуктов деградации (рис. 2).

После получения ликвора инсулиновым шприцом собирали кровь из левого желудочка сердца тех же животных под хлоралгидратным наркозом. У животного на Э18 объем получаемого образца крови был равен 30 ± 5 мкл, на П5 – 100 ± 10 мкл и на П30 – 2000 ± 20 мкл. В образцы крови добавляли 5% этилендиаминтетрауксусной кислоты (Sigma, США) и 10% метабисульфита натрия (Sigma). Образцы центрифугировали при 1350 g (10 мин, 4°С) и собирали супернатант (плазму), в который добавляли 10% 1 н. HClO₄ и 25 пмоль ДГБА. Плазму центрифугировали при 16500 g в течение 20 мин при 4°С, супернатант замораживали в жидком азоте и хранили при -70^оС до определения моноаминов и продуктов деградации (рис. 2).

Высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической детекцией

Концентрацию моноаминов и продуктов их деградации в ликворе, плазме и в микродиализатах определяли с помощью высокоэффективной жидкостной хроматографии с электрохимической детекцией. Пробы ликвора и плазмы делили на две части. Одну часть экстрагировали, осаждая катехоламины и продукты деградации на оксиде алюминия, вторую часть использовали в неосажденном виде для измерения серотонина и ГИУК. Микродиализаты использовали в неосажденном виде.

Определяемые вещества разделяли с использованием обращенно-фазовой колонки ReproSil-Pur, ODS-3 размером 4 × 100 мм с диаметром пор 3 мкм (Dr.Majsch GMBH, Германия) при температуре 28°С и скорости подвижной фазы 1 мл/мин, поддерживаемой жидкостным хроматографом LC-20ADsp (Shimadzu, Япония) при потенциале 850 мВ. В качестве подвижной фазы использовали 0.1 М цитратно-фосфатный буфер pH 2.58 (0.3 мМ октансульфонат натрия, 0.1 мМ EDТА и 8% ацетонитрила) (все реактивы Sigma). Определение моноаминов проводили с помощью электрохимического детектора Decade II (AntecLeyden, Нидерланды) со стеклоуглеродным рабочим электродом (0.85 В) и хлорсеребряным электродом сравнения. Пики моноаминов и метаболитов определяли по времени их выхода в стандартном растворе.

Статистика

Данные обрабатывали в программе GraphPadPrism 6.0 (GraphPad Software, США) и представляли как среднее значение ± стандартная ошибка среднего (mean ± SEM). Различия считали статистически значимыми при p < 0.05; 0.05 < p < 0.1 расценивали как тенденцию к изменению, при р > 0.1 различия считали недостоверными. Статистическую значимость результатов определяли с использованием параметрического t-критерия Стьюдента (t-тест) и непараметрического U-критерия Манна–Уитни (U-тест), для множественных сравнений применяли поправки Бонферрони.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Концентрация катехоламинов, серотонина и продуктов их деградации в ликворе в цистерне магна крыс в онтогенезе

Концентрация дофамина на Э18 равна примерно 5 пмоль/мл, причем она удваивается на П5, а на П30 становится такой же, как у плодов (рис. 3).

 

Рис. 3. Концентрация катехоламинов и продуктов деградации в ликворе крыс на Э18, П5 и П30. *р < 0.05, сравнение с предыдущим возрастом; **р < 0.05, сравнение выбранных параметров; нд – не детектируется. Здесь и далее сокращения как на рис. 2

 

Концентрация норадреналина в течение всего изученного периода онтогенеза не изменяется, оставаясь во всех возрастных группах на высоком уровне – около 70 пмоль/мл. В отличие от дофамина и норадреналина, адреналин в ликворе не определяется ни в пренатальном, ни в постнатальном периоде.

В ликворе крыс всех возрастных групп наряду с катехоламинами выявлены продукты их деградации – 3-МТ (кроме Э18), ДОФУК и ГВК (рис. 3). Хотя 3-МТ не определяется у плодов, на П5 и П30 он содержится в ликворе в довольно высокой концентрации – около 20 пмоль/мл. В отличие от 3-МТ, ДОФУК определяется уже на Э18 (почти 4.5 пмоль/мл). На П5 этот показатель возрастает примерно в 5 раз, а на П30 снижается на 55%. При этом конечный продукт деградации дофамина – ГВК – определяется в ликворе в значительной концентрации (почти 50 пмоль/мл) уже на Э18. На П5 этот показатель возрастает примерно в 5 раз, а на П30 снижается на 45%.

Серотонин не определяется в ликворе крыс на Э18, однако на П5 и П30 он содержится в ликворе в довольно высокой концентрации – 8 пмоль/мл (рис. 4). При этом на Э18 концентрация конечного продукта деградации серотонина – ГИУК – достаточно высокая, а на П5 концентрация ГИУК превышает концентрацию серотонина почти в 300 раз. К П30 концентрация ГИУК в ликворе снижается более чем в 2 раза по сравнению с П5 (рис. 4).

 

Рис. 4. Концентрация серотонина и продукта деградации в ликворе крыс на Э18, П5 и П30. *р < 0.05, сравнение с предыдущим возрастом; **р < 0.05, сравнение выбранных параметров; нд – не детектируется

 

Моноамины и продукты деградации в боковых желудочках крыс на 30-й постнатальный день

В боковых желудочках мозга крыс на П30 из всех измеряемых моноаминов и продуктов деградации с помощью микродиализа удалось выявить только ДОФУК и ГИУК. Для установления базового уровня измеряемых веществ проводили не менее трех измерений. Измеренные в диализатах концентрации ДОФУК составляют: 5.2 ± 1.1 пмоль/мл, а ГИУК – 105.7 ± 14.8 пмоль/мл.

Концентрация катехоламинов, серотонина и продуктов их деградации в плазме крыс в онтогенезе

Концентрация дофамина в плазме крыс на Э18 не превышает 0.4 пмоль/мл, на П5 этот показатель возрастает в 6 раз, а к П30 снижается примерно в 2 раза (рис. 5). Концентрация норадреналина меняется в онтогенезе примерно так же, как и концентрация дофамина – с Э18 до П5 возрастает в 3.5 раза, а затем к П30 снижается в 3 раза. При этом во всех возрастных группах концентрация норадреналина на порядок выше, чем дофамина. В отличие от ликвора, в плазме определяется адреналин, концентрация которого возрастает с Э18 по П5 более чем в 50 раз, а к П30 снижается в 2.5 раза. Наряду с катехоламином в плазме обнаружены продукты их деградации. Так, 3-МТ определяется в плазме только на П30, а ДОФУК (в небольшой концентрации) уже на Э18. К П5 происходит многократное увеличение концентрации ДОФУК, и на этом уровне она сохраняется на П30. Концентрация ГВК – конечного продукта деградации дофамина, возрастает более чем в 4 раза с Э18 по П5, а к П30 становится ниже, чем у плодов (рис. 5).

 

Рис. 5. Концентрация катехоламинов и продуктов деградации в плазме крыс на Э18, П5 и П30. *р < 0.05, сравнение с предыдущим возрастом; **р < 0.05, сравнение выбранных параметров; нд – не детектируется

 

Концентрация серотонина в плазме на Э18 равна примерно 5.5 пмоль/мл (рис. 6). К П5 этот показатель возрастает в 85 раз, а на П30 почти возвращается к эмбриональному уровню. Аналогичным образом изменяется и концентрация ГИУК: с Э18 по П5 возрастает в 10 раз, а на П30 становится в 2 раза ниже, чем в эмбриональный период.

 

Рис. 6. Концентрация серотонина и продукта деградации в плазме крыс на Э18, П5 и П30. *р < 0.05, сравнение с предыдущим возрастом; **р < 0.05, сравнение выбранных параметров

 

Соотношение концентраций моноаминов и продуктов их деградации в ликворе и в плазме крови крыс в онтогенезе

Во всех возрастных группах концентрация дофамина, норадреналина и продуктов деградации в ликворе многократно превышает их концентрацию в плазме (рис. 7А). Однако пик различий приходится на разные периоды онтогенеза. Так, пик дофамина и норадреналина наблюдается на Э18, а у ДОФУК, 3-МТ и ГВК – на П30.

 

Рис. 7. Соотношение концентраций катехоламинов (А), серотонина (Б) и продуктов деградации (А, Б) в ликворе и плазме крови крыс на Э18, П5 и П30. *р < 0.05, сравнение с предыдущим возрастом; **р < 0.05, сравнение выбранных параметров; нд – не детектируется

 

Концентрация серотонина на П30 и ГИУК на П5 и П30 в ликворе превышает концентрацию этих веществ в плазме (рис. 7Б). Следует отметить, что на П5 концентрация серотонина в ликворе в 60 раз ниже, чем в плазме.

ОБСУЖДЕНИЕ

Ключевой задачей данной работы было проведение сравнительного анализа уровня моноаминов в ликворе и крови крыс в онтогенезе как показателя возрастных особенностей поступления этих соединений в эти гуморальные среды и участия в качестве нейрогормонов в регуляции функционирования и развития мозга. В этом контексте особое внимание уделено ликвору как гуморальной среде, в которую, с одной стороны, из мозга поступают моноамины, а с другой – моноамины в отсутствие ликвор-энцефалического барьера поступают из ликвора в перивентрикулярную область мозга, участвуя в качестве нейрогормонов в объемной нейротрансмиссии. Исторической предпосылкой для предположения о поступлении физиологически активных веществ из мозга в ликвор послужило обнаружение ликвор-контактирующих нейронов [8, 13].

Содержащиеся в ликворе моноамины как нейрогормоны – потенциальные участники объемной нейротрансмиссии и морфогенетического контроля развития мозга

Несмотря на то, что в нейронах мозга синтезируются десятки нейротрансмиттеров и нейромодуляторов, наиболее широко распространенными по мозгу классическими нейротрансмиттерами являются моноамины – дофамин, норадреналин и серотонин. У взрослых животных они вовлечены в регуляцию функциональной активности нейронов-мишеней, а в перинатальном периоде – в регуляцию развития нейронов и мозга в целом [2–5].

Исходя из представлений о качественных различиях в действии моноаминов на различных этапах онтогенеза, концентрацию моноаминов определяли в ликворе крыс в трех возрастных периодах. В первую возрастную группу входили крысы на Э18, поскольку к этому времени: (а) заканчивается образование нейронов из клеток-предшественников; (б) дифференцирующиеся нейроны мигрируют в места их окончательной локализации в мозге; (в) нейроны экспрессируют специфический фенотип; (г) аксоны дифференцирующихся нейронов начинают достигать желудочков мозга и кровеносных сосудов в циркумвентрикулярных органах, формируя пути поступления нейрогормонов в ликвор (аксо-вентрикулярные контакты) и в кровеносные сосуды (аксо-вазальные контакты) соответственно. Вторая возрастная группа включала крыс на П5. К этому времени: (а) заканчивается миграция дифференцирующихся нейронов в места их окончательной локализации; (б) заканчивается формирование аксо-вентрикулярных и аксо-вазальных контактов; (в) продолжает формироваться афферентная синаптическая иннервация нейронов. И, наконец, в третью возрастную группу вошли крысы на П30. К этому времени: (а) заканчивается формирование синаптических контактов; (б) заканчивается формирование гематоэнцефалического барьера, препятствующего проникновению большинства нейротрансмиттеров нелипидной природы из мозга в кровь и обратно [14–17].

С позиции представления о нейрогормональном действии моноаминов, содержащихся в ликворе, на нейроны мозга-мишени, важнейшим функциональным показателем считается концентрация моноаминов в ликворе. Действительно, в проведенных ранее, в основном in vitro, работах показано, что моноамины оказывают нейротрансмиттерное влияние на нейроны в широком диапазоне концентраций – от 10^-11 до 10^-8 М [18]. При этом in vivo моноамины способны влиять на нейроны в еще более низкой концентрации [19–21].

На первом этапе нашей работы необходимо было определить, изменяется ли качественный состав и концентрация моноаминов по ходу тока ликвора из боковых желудочков, где ликвор образуется в результате «фильтрации» плазмы крови из сосудов хориоидного сплетения до цистерны магна – каудального отдела желудочковой системы. Для этого у крыс на П30 был сопоставлен состав моноаминов и продуктов их деградации в ликворе боковых желудочков, получаемом с помощью микродиализа, и в ликворе цистерны магна, получаемом с помощью микроканюли. При этом в цистерне магна обнаружены все детектируемые нами моноамины и продукты их деградации, а в боковых желудочках только некоторые продукты их деградации – ДОФУК и ГИУК. Эти данные свидетельствуют о том, что моноамины поступают в ликвор не из плазмы сосудов хориоидного сплетения и нервной ткани, окружающей боковые желудочки, а в основном из нервной ткани каудальнее боковых желудочков мозга.

В дальнейшей работе определили состав ликвора, полученного только из цистерны магна. Катехоламины – дофамин и норадреналин, выявлены в ликворе крыс всех возрастных групп, однако динамика изменения их концентрации с возрастом существенно меняется. Так, норадреналин содержится в ликворе в значительной концентрации на Э18 (7.2 × 10^-8 M), и этот показатель не меняется на П5 (8 × 10^-8 M) и П30 (6.3 × 10^-8 M). Полученные данные свидетельствуют о том, что норадренергические нейроны секретируют моноамины в ликвор в пренатальном и в постнатальном периодах. Это предположение подтверждается тем, что по данным in vitro норадреналин приблизительно в такой же концентрация, как и в ликворе, способен оказывать нейротрансмиттерный эффект на нейроны взрослых крыс [22–24]. Учитывая также то, что рецепторы к норадреналину, как и к другим моноаминам, экспрессируются еще в пренатальном периоде [25–27], наши данные позволяют предположить, что норадреналин, содержащийся в ликворе, способен в качестве нейрогормона не только участвовать в объемной нейротрансмиссии у взрослых животных, но и оказывать морфогенетическое влияние на нейроны мозга в перинатальном периоде.

Возрастная динамика изменений концентраций дофамина и норадреналина в ликворе имеет принципиальные отличия. Во-первых, на Э18 концентрация дофамина в ликворе (0.3 × 10^-9 М) как минимум на порядок меньше, чем норадреналина (0.48 × 10^-8 M), что, однако, не уменьшает вероятность его морфогенетического влияния на нейроны-мишени. К П5 концентрация дофамина в ликворе увеличивается вдвое (1 × 10^-8 M), хотя и остается значительно ниже, чем концентрация норадреналина. Следует отметить, что концентрация дофамина могла бы возрасти в перинатальном периоде (Э18-П5) намного больше, если бы одновременно не повысилась активность ферментов деградации дофамина – МАО и КОМТ. Об этом свидетельствует значительное увеличение концентрации продуктов ферментативной активности МАО и КОМТ – ДОФУК, 3-МТ и ГВК в перинатальном периоде. Тем не менее, увеличение концентрации дофамина в ликворе к П5 существенно повышает вероятность его морфогенетического влияния на дифференцирующиеся нейроны-мишени и развивающийся мозг в целом [28]. Второе отличие возрастной динамики концентрации дофамина в ликворе от динамики норадреналина – снижение концентрации дофамина к П30 в 2 раза по сравнению с П5. Это важный, хотя и косвенный показатель того, что содержащийся в ликворе дофамин может оказывать морфогенетическое влияние на нейроны-мишени, причем в основном в раннем постнатальном периоде.

Возрастная динамика концентрации серотонина в ликворе существенно отличается от динамики катехоламинов. Так, серотонин практически не определяется в ликворе на Э18, тогда как к П5 его концентрация приближается к концентрации дофамина. Концентрация серотонина в ликворе могла бы вырасти к П5 в еще большой степени, если бы не существенное повышение в это время активности фермента деградации серотонина – МАО, на что указывает высокий уровень продукта его ферментативной активности – ГИУК. На таком же уровне концентрация серотонина сохраняется и на П30. Из приведенных данных следует, что содержащийся в ликворе серотонин может участвовать как в объемной нейротрансмиссии в постнатальном периоде, так и в регуляции развития нейронов-мишеней и мозга в целом в раннем постнатальном периоде у крыс.

Мозг – единственный источник моноаминов в ликворе в онтогенезе

Как показано в нашей работе, ликвор крыс на П5 и П30 содержит моноамины в физиологически активной концентрации, причем, в отличие от серотонина, катехоламины присутствуют в ликворе и на Э18. Однако эти данные не могут служить прямым доказательством того, что мозг является единственным источником моноаминов в ликворе. Действительно, в отсутствие гематоэнцефалического барьера для моноаминов в перинатальном периоде [14, 29, 30], а также при возможности обмена веществ между ликвором и кровью в области хориоидного сплетения в боковых желудочках, в циркумвентрикулярных органах и в области каудального венозного синуса даже у взрослых животных [7], нельзя исключить, что моноамины поступают в ликвор не только из нейронов мозга, но и из кровотока. Тем более, что на периферии имеются такие мощные источники моноаминов, как надпочечники, желудочно-кишечный тракт и симпатическая нервная система [31–33].

Ответить в первом приближении на вопрос, является ли мозг единственным источником моноаминов в ликворе, можно, рассчитав интегральный показатель проницаемости всех возможных барьеров на пути моноаминов из крови в ликвор в виде отношения концентрации моноаминов в ликворе и в крови. При этом могут рассматриваться три варианта: (1) коэффициент проницаемости приближается к единице, указывая на отсутствие барьера между ликвором и кровью; (2) коэффициент проницаемости больше единицы, что свидетельствует о барьерном препятствии поступления моноаминов из ликвора в кровь; (3) коэффициент проницаемости меньше единицы, что свидетельствует о барьерном ограничении поступления моноаминов из крови в ликвор.

Для расчета коэффициента проницаемости барьеров между ликвором и кровью для моноаминов концентрация моноаминов была измерена как в ликворе, так и в крови крыс в онтогенезе. Выявлено сходство в возрастной динамике изменений концентрации моноаминов – дофамина, норадреналина и серотонина – в плазме. В незначительной концентрации эти моноамины обнаружены в крови на Э18, к П5 их концентрация многократно возрастает, а затем к П30 снижается практически до уровня на Э18. Тем не менее, концентрация отдельных моноаминов в каждой возрастной группе существенно различается. Так, например, на П5 концентрация норадреналина в плазме в 15 раз больше, чем дофамина, и более чем в 150 раз меньше концентрации серотонина.

Определение соотношения концентраций моноаминов в ликворе и крови показало, что коэффициент проницаемости барьеров между ликвором и кровью на Э18 равен 8.5 и 13 для норадреналина и дофамина соответственно. Это означает, что катехоламины, содержащиеся в ликворе, поступают туда только из мозга. Для серотонина такие расчеты не могли быть проведены, поскольку серотонин в ликворе плодов в это время не определяется. В постнатальном периоде, хотя коэффициент проницаемости для катехоламинов значительно снижается, он остается больше единицы. Это означает, что и в этот период катехоламины поступают в ликвор только из нейронов мозга.

В отличие от катехоламинов коэффициент проницаемости для серотонина на П5 лишь незначительно меньше единицы, однако он резко возрастает к П30. Это означает, что барьер, препятствующий обмену моноаминов между ликвором и кровью, действует и для серотонина. Наиболее важным доказательством того, что моноамины не способны проникать через барьеры на пути из крови в ликвор, служит высокий уровень адреналина в крови крыс на П5 и П30 при его отсутствии в ликворе у крыс такого же возраста. Полученные данные подтверждают представления о существовании в пре- и постнатальном периоде барьеров, препятствующих поступлению веществ из ликвора в кровь и обратно [34–36].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Получены доказательства того, что: (1) ликвор взрослых крыс и крыс в перинатальном периоде содержит функционально наиболее значимые моноамины – дофамин, норадреналин и серотонин; (2) моноамины, содержащиеся в ликворе, имеют преимущественно нейрональное (мозговое) происхождение и практически не поступают из общей системы циркуляции; (3) моноамины содержатся в ликворе в физиологически активной концентрации, в которой они могут действовать в качестве нейрогормонов в объемной нейротрансмиссии – в перинатальном периоде в необратимой регуляции развития нейронов в качестве морфогенетических факторов, а у взрослых животных – в обратимой регуляции функциональной активности нейронов-мишеней.

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ (№ 20-14-00325).

Об авторах

Алия Рустемовна Муртазина

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: aliyamurtazina1109@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-1630-1855
Scopus Author ID: 57188881130
ResearcherId: K-6464-2018

кандидат биологических наук, научный сотрудник, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва, ул. Вавилова, 26

Надежда Сергеевна Бондаренко

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: n.s.bondarenko@gmail.com
Scopus Author ID: 56622467900
ResearcherId: E-5199-2014

кандидат биологических наук, научный сотрудник, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва, ул. Вавилова, 26

Татьяна Сергеевна Пронина

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: tatiana.pronina@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-8582-8346
SPIN-код: 9829-6790
Scopus Author ID: 6701747775
ResearcherId: E-4624-2014

кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва, ул. Вавилова, 26

Кристина Ильинична Чандран

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: kristinaam-p@yandex.ru
SPIN-код: 2400-1401

инженер-исследователь, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва, ул. Вавилова, 26

Всеволод Владимирович Богданов

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: vse-bogd@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-7324-2375
Scopus Author ID: 57219860448

младший научный сотрудник, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва, ул. Вавилова, 26

Лилия Кадырова Дильмухаметова

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: lili.dilm@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6122-7028
Scopus Author ID: 57193565262

кандидат биологических наук, научный сотрудник, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва ул. Вавилова, 26

Михаил Вениаминович Угрюмов

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: michael.ugrumov@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3040-1828
Scopus Author ID: 55684228700
ResearcherId: E-2527-2014

академик РАН, заведующий лабораторией, лаборатория нервных и нейроэндокринных регуляций

Россия, 119334, Москва ул. Вавилова, 26

Список литературы

Дополнительные файлы