Индукция фототоксичности флавопротеида miniSOG посредством биолюминесцентного резонансного переноса энергии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Изучена возможность возбуждения фототоксичного флавопротеида miniSOG (фотосенсибилизатора) в раковых клетках в результате биолюминесценции, вызванной окислением субстрата фуримазина люциферазой NanoLuc, и оценена индуцированная фототоксичность in vitro. Показано, что в присутствии субстрата фуримазина люцифераза NanoLuc, введенная в составе генетической конструкции, содержащей miniSOG, в эукариотические клетки, вызывает возбуждение фототоксичного флавопротеида miniSOG. При этом miniSOG проявляет фотоиндуцированную цитотоксичность, и смертность клеток в стабильно трансфицированной линии составляет 48%.

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ Свойства света как терапевтического агента исполь зуются человечеством более 3000 лет [1]. За точку отсчета современного подхода к изучению явле ния фотосенсибилизации принято считать работу Оскара Рааба, опубликованную в 1900 г. [2]. Рааб установил, что сочетание света и определенных химических веществ индуцирует гибель живых клеток: в солнечный день краситель акридиновый оранжевый вызывал гибель инфузорий, а в пас мурный день - нет [2]. Именно с установления этого факта начинается современная фотодинамическая терапия (ФДТ). Фотодинамическая терапия в современном виде представляет собой трехкомпонентную систему, со стоящую из фотосенсибилизатора, света определен ной длины волны и молекулярного кислорода. Эти три ключевых компонента, нетоксичные каждый по отдельности, соединяясь вместе, продуцируют активные формы кислорода (АФК) и тем самым ин дуцируют кислородзависимую гибель клеток. ФДТ - перспективный метод терапии злокаче ственных образований человека, поскольку позволя ет воздействовать на опухоль селективно и локально. В силу того, что для фотодинамической терапии необходим внешний источник света, в клинической практике этот метод используется только в терапии опухолей кожи и сетчатки, а также эпителиальных поверхностей органов, доступных для катетеров и эндоскопов. Так, в настоящее время применение ФДТ одобрено при карциномах головы и шеи [3], рака легкого [4], верхних отделов пищеварительного трак та [5], а также злокачественных новообразований [6]. Главная проблема фотодинамической терапии со пряжена с потерей оптической активности (интен сивности) возбуждающего света в результате реф ракции, отражения, поглощения и рассеяния квантов света в биологических тканях. Благодаря способно сти тканей поглощать и рассеивать свет проникаю щая способность видимого света в тканях составляет не более 10 мм. Кроме того, поглощение излучения определяется биологическими хромофорами ткани: в ультрафиолетовой области спектра целевыми хро мофорами являются почти все белки, от 400 до 600 нм поглощают оксигемоглобин, дезоксигемоглобин и ме ланин, от 1200 до 2000 нм - вода. Таким образом, «окно прозрачности» биологических тканей для ФДТ находится в диапазоне 650-1200 нм [7]. С началом процесса метастазирования становит ся трудным или невозможным доставить свет непо средственно ко всем очагам опухолевого роста. Если создать внутренние источники излучения, то свет можно доставить к любому участку тела на любую глубину, что могло бы значительно расширить об ласть применения фотодинамической терапии [8]. В современной молекулярной и клеточной био логии для изучения внутриклеточных процессов in vivo и in vitro, а также для биоимиджинга широко используется явление биолюминесцентного резо нансного переноса энергии, BRET (Bioluminescence resonance energy transfer) [9-11], в основе которого лежит Фёрстеровский резонансный перенос энергии между двумя хромофорами. При этом донором слу жит субстрат люциферазы, который при окислении в присутствии кислорода испускает фотоны в види мой области спектра, а акцептором - флуоресцент ный белок (рис. 1А). С помощью генно-терапевтических подходов ген, кодирующий люциферазу, можно селективно экс прессировать в раковых клетках с использовани ем опухолеспецифичных промоторов [12, 13] либо селективно доставлять его к опухолевым клеткам с применением таких носителей, как псевдотипи рованные вирусные конструкции [14], адресные по лиэтилениминные комплексы и т.д. [15]. Таким об разом, использование биолюминесценции в качестве внутриклеточного источника излучения для воз буждения фотосенсибилизатора в раковой клетке может стать решением проблемы доставки света вглубь тканей. Возможность применения этого явления в терапии была впервые показана в 1994 г. [16]: фотосенсиби лизатор гиперицин, возбуждаемый биолюминесцен цией люциферина, приводил к инактивации вируса анемии лошадей in vitro. Однако возможность использования BRET для фо тодинамической терапии рака показали только в 2003 г. [17]. Фотосенсибилизатор бенгальский крас ный, находясь в цитозоле в присутствии люцифери на, вызывал гибель 90% популяции фибробластов NIH 3T3 мыши, стабильно экспрессирующих ген лю циферазы. Согласно [18], люминесцентная молекула люми нол также может использоваться в качестве вну триклеточного источника света для возбуждения фотосенсибилизатора. Жизнеспособность клеток HeLa, подвергнутых обработке люминолом в присут ствии фотосенсибилизатора, составляла менее 10%. Проведение противоопухолевой терапии in vivo при вело к снижению роста опухоли у мышей опытной группы на 55% по сравнению с контрольной. При этом люминол и фотосенсибилизатор вводили непосред ственно в опухоль опытных животных. В 2015 г. была показана возможность BRET опосредованной фотодинамической терапии глубин ных опухолей и метастазов на мышиной модели [19]. В этой работе в качестве внутриклеточного источ ника для фотодинамической терапии использовали квантовые точки, покрытые люциферазой. В при сутствии субстрата люциферазы квантовые точки возбуждали фотосенсибилизатор хлорин е6, приводя к регрессии первичного опухолевого очага и метаста зов в лимфоузлах. Отметим, что во всех рассмотренных работах ис пользованы химические фотосенсибилизаторы, ко торые вводили в организм интратуморально или си стемно. Ранее в нашей лаборатории на основе фототок сичного флавопротеида miniSOG были получены адресные генетически кодируемые белковые фото сенсибилизаторы, обладающие высокой цитоток сической активностью in vitro в отношении HER2 положительных клеток аденокарциномы молочной железы [20-23]. Возбуждение miniSOG происходит в синей области спектра (λmax = 448 нм) [24], что на кладывает ряд ограничений на использование дан ных фотосенсибилизаторов in vivo. Для решения проблемы доставки синего света in vivo мы предлагаем систему, в которой фотосенси билизатор miniSOG возбуждается в ходе реакции окисления субстрата (фуримазина) люциферазой NanoLuc (Promega). Мы показали, что люцифера за NanoLuc, экспрессируемая в эукариотических клетках в составе единой генетической конструкции с miniSOG, в присутствии субстрата фуримазина вы зывает возбуждение фототоксичного флавопротеида miniSOG. При этом miniSOG проявляет фотоиндуци рованную цитотоксичность и вызывает гибель 48% трансфицированных клеток. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ Культуры эукариотических клеток В работе использовали клетки аденокарциномы мо лочной железы человека SK-BR-3. Клетки растили в средах McCoy’s 5A (HyClone, Бельгия) или RPMI 1640 без фенолового красного (Gibco, Германия), со держащих 10% эмбриональной сыворотки крупно го рогатого скота (HyClone, Бельгия) и антибиотики (пенициллин 50 ед/мл, стрептомицин 50 мкг/мл, «ПанЭко», Россия), при 37°C в атмосфере 5% CO2 и повышенной влажности. При культивировании клеток, экспрессирующих miniSOG, в качестве ис точника кофактора ФМН в среду добавляли рибоф лавин («Фармстандарт-УфаВита», Россия) до конеч ной концентрации 150 мкМ. Получение конструкции NanoLuc-miniSOG Кодирующую последовательность гена фотоактиви руемого цитотоксичного белка miniSOG клонирова ли в плазмиду pNL1.1.CMV (Promega), содержащую ген люциферазы NanoLuc под контролем CMV промотора, используя стандартные методы генной инженерии. Кодирующую последовательность гена miniSOG амплифицировали с плазмиды pDARPminiSOG [22] с использованием специфических прай меров oGP13 (5′-GCGGGTGGCGGAGGGAGCATGGAAAAGAGCTTTGTGATTACC- 3′, подчеркнута линкерная последовательность) и oGP14 (5′-GGTCTAGAATTAGCCATCCAGCTGC- 3′, подчеркнут сайт эндонуклеазы XbaI). Кодирующую область гена люциферазы NanoLuc амплифицировали с ис пользованием специфических праймеров oGP11 (5′-CAGTTTGTTTCAGAATCTCGGGG-3′, под черкнут сайт эндонуклеазы AvaI) и oGP12 (5′ -CCATGCTCCCTCCGCCACCCGCCAGAATGCGTTCGCACAG- 3′, подчеркнута линкерная последовательность). Подчеркнутая в структуре праймеров последовательность кодирует пептид ный линкер GGGGS, предусмотренный для того, чтобы два функциональных домена (люцифераза NanoLuc и фототоксин miniSOG), входящие в состав гибридного белка, не испытывали стерических за труднений в пространстве и сохраняли свои функ циональные свойства. ПЦР-продукты, кодирующие NanoLuc и miniSOG, объединяли в эквимолярном со отношении, нагревали до 90°С и медленно понижали температуру до 24°С с тем, чтобы комплементарные участки линкерной последовательности могли взаи модействовать друг с другом. После этого проводили ПЦР с использованием праймеров oGP11 и oGP14 для получения полноразмерной гибридной конструк ции NanoLuc-miniSOG. Полученный фрагмент об рабатывали эндонуклеазами рестрикции AvaI и XbaI и клонировали в вектор pNL1.1.CMV, расщепленный этими же рестриктазами. В результате была полу чена плазмида pNanoLuc-miniSOG, содержащая в одной рамке считывания кодирующие последова тельности генов NanoLuc и miniSOG, соединенные линкерным участком, под контролем конститутивного промотора CMV. Правильность конструкции под тверждали секвенированием. Схема генетической конструкции представлена на рис. 1Б. Получение плазмиды pNanoLuc-miniSOG-puro Для получения клеточных линий, стабильно экспрес сирующих гибридный ген NanoLuc-mSOG, в плаз миду NanoLuc-miniSOG был введен ген устойчиво сти к пуромицину. Этот ген, включая промотор NP гена p53 человека и сигнал полиаденилирования, ам плифицировали с плазмиды pLCMV-puro (любезно предоставлена П.М. Чумаковым) с использованием специфических праймеров 5′-AAGGAAAAAAGCGGCCGCTGTGAAGGAAGCCAACCA- 3′ (подчер кнут сайт эндонуклеазы NotI) и 5′-AAAACTGCAGTTCCGGCTCGTATGTTGTGT- 3′ (подчеркнут сайт эндонуклеазы PstI). Полученный фрагмент об рабатывали эндонуклеазами рестрикции PstI и NotI и лигировали с плазмидой pNanoLuc-mSOG, пред варительно обработанной этими же рестриктазами. Трансфекция клеток SK-BR-3 Для проведения трансфекций использовали плаз мидную ДНК, выделенную из бактериальных клеток с помощью набора PureLinkTM (Invitrogen), согласно инструкции производителя. Трансфекцию прово дили с помощью реагента FuGENE® HD (Promega) согласно рекомендациям производителя (http:// www.promega.com/techserv/tools/FugeneHdTool/). За 1 сут до трансфекции клетки рассевали с плотно стью 105 клеток/мл в полной ростовой среде без ан тибиотиков. Использовали FuGENE® HD и ДНК в со отношении 3 : 1, при этом концентрация плазмидной ДНК при образовании комплексов составляла 0.02 мкг/мкл. Объем добавляемой к клеткам среды, содержащей комплексы FuGENE® HD и ДНК, состав лял 1/20 общего объема ростовой среды. Комплексы готовили в среде, не содержащей сыворотку и анти биотики, культивировали при комнатной темпе ратуре в течение 5-10 мин и добавляли к клеткам. При работе с плазмидами, содержащими miniSOG, через 6 ч после трансфекции к клеткам добавляли рибофлавин (кофактор ФМН). Оптимальные условия трансфекции определяли в предварительных опы тах, оценивая флуоресценцию miniSOG через 24- 48 ч после трансфекции с помощью флуоресцентного микроскопа. Отбор трансфицированных клеток Клетки, экспрессирующие NanoLuc-miniSOG, от бирали спустя 48 ч после трансфекции с помощью сортера BD FacsVantage (BD, США). Для отбора вы деляли область ярко светящихся клеток на диаграм ме FL1-FL2 так, чтобы она не захватывала клетки, флуоресцирующие из-за присутствия в среде ФМН (фоновая флуоресценция ФМН). Отобранные клет ки рассевали с плотностью 105 клеток/мл на лунки 96-луночного планшета в 100 мкл полной ростовой среде, содержащей пенициллин (50 ед/мл), стреп томицин (50 мкг/мл), канамицин (100 мкг/мл) и ген тамицин (10 мкг/мл) (все антибиотики производства фирмы «ПанЭко», Россия). Получение стабильных клеточных линий Концентрация пуромицина (Sigma, США), вы зывающая гибель 100% клеток в течение 14 дней, - 0.25 мкг/мл для клеток SK-BR-3, была подобрана в предварительных опытах. Через 48 ч после транс фекции плазмидой pNanoLuc-miniSOG-puro среду в планшетах с культивируемыми клетками заменя ли свежей, добавляя ФМН и пуромицин. Клоны ста бильно трансфицированных клеток сформировались к 14-15 дню, после чего клетки пассировали в при сутствии пуромицина в течение 3 мес. Детекция люминесценции люциферазы NanoLuc Люминесценцию люциферазы NanoLuc и гибрид ного белка NanoLuc-miniSOG оценивали спустя 48-72 ч после проведения трансфекции на приборе Infinite M1000 Pro (Tecan, Швейцария). Измерения проводили на живых клетках в полной среде RPMI, не содержащей фенолового красного, в 96-луноч ных планшетах с черными стенками (для каждой точки выполняли по три повтора). Cубстрат люци феразы фуримазин (Promega) в концентрации 30, 43 и 75 мкМ добавляли в режиме инъекции на приборе Infinite M1000 Pro (Tecan, Швейцария). Задержка после инъекции до момента анализа составля ла 10 с. Для каждой опытной точки снимали спек тры люминесценции в диапазоне длин волн от 400 до 600 нм с шагом 4 нм и временем детекции 100 мс. Полученные данные обрабатывали с помощью про граммы OpenOffice, версия 4.1.2. Для построения графиков спектров применяли математическую об работку данных (сглаживание кубическими сплай нами). Оценка цитотоксического действия NanoLucminiSOG in vitro Цитотоксичность NanoLuc-miniSOG в присутствии фуримазина определяли с помощью МТТ-теста [25]. Клетки SK-BR-3, стабильно экспрессирующие ген NanoLuc-miniSOG, в количестве 105 клеток/мл среды рассевали в 96-луночный планшет в объе ме 200 мкл суспензии на лунку и культивировали в течение ночи. Затем к клеткам добавляли фури мазин и инкубировали в течение 48 ч. Среду удаля ли, в лунки вносили по 100 мкл раствора бромида 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенилтетразолия (МТТ, «ПанЭко») (0.5 мг/мл), приготовленного на сре де McCoy’s 5A, и инкубировали в течение 1 ч при 37°С в атмосфере с 5% CO2. После этого раствор МТТ уда ляли, к содержимому лунок добавляли по 100 мкл ДMСO, планшет встряхивали на шейкере до полно го растворения кристаллов формазана. Оптическое поглощение содержимого каждой лунки измеряли на планшетном спектрофотометре Infinite M1000 (Tecan, Швейцария) на двух длинах волн: 570 (рабо чая) и 650 нм (сравнение). Эксперименты выполняли в трех повторах. Выживание клеток после инкубации с фуримазином оценивали по количеству формазана, образовавшегося в результате восстановления клет ками раствора МТТ и растворенного в диметилсуль фоксиде (количество формазана пропорционально числу живых клеток). Данные обрабатывали с помо щью программы OpenOffice, версия 4.1.2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ Для эффективного прямого переноса энергии от окисленной формы субстрата к акцептору (Фёрстеровский резонансный перенос энергии) тре буется выполнение ряда условий. Во-первых, спектр испускания донора должен максимально совпадать со спектром возбуждения акцептора. Во-вторых, до нор и акцептор должны находиться друг от друга на расстоянии, не превышающем 10 нм [26]. Проведя анализ опубликованных данных, мы об наружили, что в результате реакции окисления фуримазина люциферазой NanoLuc глубоководной креветки Oplophorus gracilirostris происходит выде ление света в видимой области спектра с максимумом испускания при 460 нм [27]. Максимум поглощения фототоксичного флавопротеида miniSOG составляет 448 нм [24]. Таким образом, окисленная форма фури мазина (фуримамид) и miniSOG представляют собой хорошую пару донор-акцептор для биолюминес центного резонансного переноса энергии. Наложение спектров испускания фуримамида и возбуждения miniSOG представлено на рис. 1В. Чтобы сблизить в пространстве донор и акцептор, мы получили конструкцию, в которой в одной рамке считывания под контролем конститутивного CMV промотора находились гены люциферазы NanoLuc и фототоксина miniSOG, соединенные коротким лин кером из 15 нуклеотидов (рис. 1Б). Эффективность работы данной системы in vitro оценили, используя трансфекцию клеток линии SKBR- 3 полученной конструкцией. Анализ спектров ис пускания трансфицированных клеток в присутствии фуримазина показал наличие пика при 460 нм, со ответствующего максимуму испускания окисленной формы фуримазина (рис. 2). Известно, что кофактором всех фототропинов (и флавопротеида miniSOG в том числе) являет ся ФМН. Фототоксичность miniSOG прямо зависит от его насыщенности кофактором: под действием кванта синего света ФМН переходит в возбужденное состояние, и вся энергия возбужденного состояния ФМН идет на генерацию активных форм кислорода [24]. Поэтому к клеткам, трансфицированным плаз мидой рNanoLuc-miniSOG, добавляли рибофлавин в концентрации 150 мкМ, который, проникая через клеточную мембрану, превращается в ФМН в ре зультате фосфорилирования рибофлавин-киназой. Добавление рибофлавина к клеткам, трансфициро ванным pNanoLuc-miniSOG, в присутствии фурима зина приводило к уменьшению интенсивности пика при 460 нм и к появлению пика при 500 нм (максимум испускания miniSOG), что свидетельствует о пере носе энергии от фуримамида к miniSOG. Отметим, что добавление ФМН к клеткам, трансфицирован ным плазмидой с геном люциферазы NanoLuc (без miniSOG), не приводит к появлению пика при 500 нм (рис. 2). Для оценки цитотоксического эффекта, вызы ваемого системой NanoLuc-фуримазин-miniSOG, клетки SK-BR-3, трансфицированные плазмидой pNanoLuc-miniSOG, через 48 ч после трансфек ции отбирали с помощью сортера BD FacsVantage (BD). Отобранные клетки высевали на 96-луночный планшет для оценки цитотоксичности конструк ции NanoLuc-miniSOG в присутствии фуримазина. Однако клетки, пропущенные через сортер и, таким образом, подвергнутые облучению лазером с длиной волны 473 нм, оказались нежизнеспособными. Мы по лагаем, что короткого времени экспозиции синим светом (пролет клетки через луч лазера) было доста точно для возбуждения miniSOG и проявлению его фотоиндуцируемой цитотоксичности. Чтобы обойти эту проблему, мы получили клеточ ную линию SK-BR-3, стабильно экспрессирующую конструкцию NanoLuc-miniSOG. Отбор трансфек тантов проводили в присутствии антибиотика пуро мицина как описано в разделе «Экспериментальная часть». Анализ спектров испускания клеток, содержащих гибридный белок NanoLuc-miniSOG, в присутствии различных концентраций фуримазина выявил пик при 460 нм, интенсивность которого коррелирует с концентрацией субстрата (рис. 3А). Добавление ФМН к клеткам приводит к появлению пика при 500 нм, характерного для максимума испускания miniSOG (рис. 3А). Для изучения цитотоксического действия систе мы «люцифераза NanoLuc-фуримазин-фототоксин miniSOG» клетки SK-BR-3, стабильно экспрессиру ющие гибридную конструкцию NanoLuc-miniSOG, рассевали в 96-луночный планшет и растили в при сутствии ФМН в течение 24 ч. После этого к клеткам добавляли различные концентрации фуримазина и инкубировали при 37°C в атмосфере СО2 в течение 48 ч. Цитотоксический эффект при максимальной концентрации фуримазина составил 48% (рис. 3Б). Известно, что miniSOG в митохондриальной или примембранной локализации вызывает гибель почти 100% клеток HelaKyoto при облучении синим светом (55 мВт/см2) [28]. Кроме того, ненасыщен ные жирные кислоты, содержащиеся в большом количестве в плазматической мембране, являются главной мишенью активных форм кислорода [29]. Дополнительным фактором, вносящим вклад в фо тоиндуцированное повреждение липидов, является молекулярный кислород, хорошо растворимый в ли пидах. Таким образом, в липидном окружении фото сенсибилизатор имеет больше шансов встретиться с молекулярным кислородом и выработать АФК, чем в водном. Принимая во внимание данные работ [28, 29], мы полагаем, что цитотоксический эффект, вы явленный нами в ходе работы, вероятно, мож но усилить, используя гибридные конструкции NanoLuc-miniSOG с сигналами различной внутри клеточной локализации (митохондриальной, при мембранной, лизосомной). Системы, основанные на BRET-опосредованной активации фотосенсиби лизатора, позволят существенно расширить возмож ности применения ФДТ, преодолев проблему «окна прозрачности» биологических тканей. Нами доказана возможность возбуждения цито токсичного флавопротеида miniSOG светом, испу скаемым окисленной формой субстрата люцифера зы, показана возможность использования данной системы для фотоиндуцированной гибели клеток. ЗАКЛЮЧЕНИЕ В настоящей работе впервые показана возможность использования биолюминесцентного резонансно го переноса энергии для возбуждения генетически кодируемого фотосенсибилизатора. Испускаемый окисленной формой люциферазного субстрата свет переводит фототоксичный белок miniSOG, входя щий в состав гибрида с люциферазой, в возбужден ное состояние, необходимое для генерации актив ных форм кислорода и индукции клеточной гибели. Использование биолюминесценции в качестве вну триклеточного источника излучения для возбужде ния фотосенсибилизатора в раковой клетке может стать решением проблемы доставки света вглубь тканей и расширить возможности фотодинамической терапии опухолей глубинных тканей и метастазов.

×

Об авторах

E. И. Шрамова

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: shramova.e.i@gmail.com
Россия

Г. Н. Прошкина

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: gmb@ibch.ru
Россия

С. П. Чумаков

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: shramova.e.i@gmail.com
Россия

Ю. М. Ходарович

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: shramova.e.i@gmail.com
Россия

С. M. Деев

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН; Национальный исследовательский Томский политехнический университет

Email: shramova.e.i@gmail.com
Россия

Список литературы

  1. Ackroyd R., Kelty C., Brown N., Reed M. // Photochem. 2001, V.47, №5, P.656-669
  2. Raab O. // Zeitung Biol. 1900, V.39, P.524-526
  3. Schweitzer V.G. // Otolaryngol. Head Neck Surg. 1990, V.103, №6, P.981-985
  4. Hayata Y., Kato H., Konaka C., Ono J., Takizawa N. // Chest. 1982, V.81, №3, P.269-277
  5. Hayata Y., Kato H., Okitsu H., Kawaguchi M., Konaka C. // Semin. Surg. Oncol. 1985, V.1, №1, P.1-11
  6. Ward B.G., Forbes I.J., Cowled P.A., McEvoy M.M., Cox L.W. // Am. J. Obstet Gynecol. 1982, V.142, №3, P.356-357
  7. Plaetzer K., Krammer B., Berlanda J., Berr F., Kiesslich T. // Lasers Med. Sci. 2009, V.24, №2, P.259-268
  8. Grebenik E.A., Deyev S.M. // Russ. Chem. Rev. 2016, V.85
  9. Pfleger K.D., Eidne K.A. // Nat. Methods. 2006, V.3, №3, P.165-174
  10. Baumes J.M., Gassensmith J.J., Giblin J., Lee J.J., White A.G., Culligan W.J., Leevy W.M., Kuno M., Smith B.D. // Nat. Chem. 2010, V.2, №12, P.1025-1030
  11. Takai A., Nakano M., Saito K., Haruno R., Watanabe T.M., Ohyanagi T., Jin T., Okada Y., Nagai T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015, V.112, №14, P.4352-4356
  12. Iyer M., Wu L., Carey M., Wang Y., Smallwood A., Gambhir SS. // Proc. Natl. Acad Sci. USA. 2001, V.98, №25, P.14595-14600
  13. Sieger S., Jiang S., Kleinschmidt J., Eskerski H., Schönsiegel F., Altmann A., Mier W., Haberkorn U. // Cancer Gene Ther. 2004, V.11, №1, P.41-51
  14. Adams J.Y., Johnson M., Sato M., Berger F., Gambhir S.S., Carey M., Iruela-Arispe M.L., Wu L. // Nat. Med. 2002, V.8, №8, P.891-897
  15. Hildebrandt I.J., Iyer M., Wagner E., Gambhir S.S. // Gene Ther. 2003, V.10, №9, P.758-764
  16. Carpenter S., Fehr M.J., Kraus G.A., Petrich J.W. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994, V.91, №25, P.12273-12277
  17. Theodossiou T., Hothersall J.S., Woods E.A., Okkenhaug K., Jacobson J., MacRobert A.J. // Cancer Research 2003, V.63, №8, P.1818-1821
  18. Yuan H., Chong H., Wang B., Zhu C., Liu L., Yang Q., Lv F., Wang S. // J. Am. Chem. Soc. 2012, V.134, №32, P.13184-13187
  19. Kim Y.R., Kim S., Choi J.W., Choi S.Y., Lee S.H., Kim H., Hahn S.K., Koh G.Y., Yun S.H. // Theranostics. 2015, V.5, №8, P.805-817
  20. Mironova K.E., Proshkina G.M., Ryabova A.V., Stremovskiy O.A., Lukyanov S.A., Petrov R.V., Deyev S.M. // Theranostics. 2013, V.3, №11, P.831-840
  21. Proshkina G.M., Mironova K.E., Deyev S.M., Petrov R.V. // Dokl. Biochem. Biophys. 2015, V.460, №2, P.16-19
  22. Proshkina G.M., Shilova O.N., Ryabova A.V., Stremovskiy O.A., Deyev S.M. // Biochimie. 2015, V.118, P.116-122
  23. Shilova O.N., Proshkina G.M., Ryabova A.V., Deyev S.M. // Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2016, V.71, №1, P.14-18
  24. Shu X., Lev-Ram V., Deerinck T.J., Qi Y., Ramko E.B., Davidson M.W., Jin Y., Ellisman M.H., Tsien R.Y. // PLoS Biol. 2011, V.9, №4, e1001041
  25. Mosmann T. // J. Immunol. Methods. 1983, V.65, №1-2, P.55-63
  26. Carpenter S., Fehr M. J., Kraus G. A., Petrich J.W. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994, V.91, №25, P.12273-12277
  27. Hall M.P., Unch J., Binkowski B.F., Valley M.P., Butler B.L., Wood M.G., Otto P., Zimmerman K., Vidugiris G., Machleidt T., Robers M.B., Benink H.A., Eggers C.T., Slater M.R., Meisenheimer P.L., Klaubert D.H., Fan F., Encell L.P., Wood K.V. // ACS Chem. Biol. 2012, V.7, №11, P.1848-1857
  28. Ryumina A.P., Serebrovskaya E.O., Shirmanova M.V., Snopova L.B., Kuznetsova M.M., Turchin I.V., Ignatova N.I., Klementieva N.V., Fradkov A.F., Shakhov B.E., Zagaynova E.V., Lukyanov K.A., Lukyanov S.A. // Biochim. Biophys. Acta. 2013, V.1830, №11, P.5059-5067
  29. Girotti A.W. // J. Photochem. Photobiol. 2001, V.63, №1-3, P.103-113

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML

© Шрамова E.И., Прошкина Г.Н., Чумаков С.П., Ходарович Ю.М., Деев С.M., 2016

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах