Особенности процессинга теломеразных РНК дрожжей и человека

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Теломераза - один из ключевых компонентов аппарата поддержания длины концов линейных хромосом эукариот - теломер. В результате удаления затравки, используемой для репликации ДНК, линейные хромосомы укорачиваются в каждом раунде деления. На концах линейных хромосом находятся специальные повторяющиеся теломерные последовательности, которые предотвращают потерю генетической информации в результате недорепликации. В соматических клетках высших эукариот теломеры укорачиваются, пока не становятся настолько короткими, что уже не могут выполнять свою функцию. В таких обстоятельствах клетка претерпевает кризис и, как правило, погибает. В редких случаях происходит активация теломеразы, и клетка приобретает неограниченный потенциал деления. Некоторые клетки (половые, эмбриональные, стволовые, а также соматические клетки с высоким пролиферативным потенциалом) поддерживают теломеразную активность, необходимую им для выполнения своих функций. В большинстве соматических клеток теломераза не активна. Для активности теломеразы in vitrо необходимы два основных компонента - теломеразная обратная транскриптаза и теломеразная РНК. Реактивация теломеразы в раковых клетках происходит в результате восстановления экспрессии гена обратной транскриптазы. Экспрессия теломеразной РНК в большинстве клеток человека конститутивна, что позволяет предполагать другие функции этой РНК, еще недостаточно изученные. Настоящий обзор посвящен биогенезу теломеразных РНК дрожжей и человека. Мы решили остановиться именно на этих организмах ввиду того, что в последние годы произошел прорыв в изучении процессинга теломеразных РНК разных видов дрожжей и человека.

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ Теломераза представляет собой рибонуклеопроте идный комплекс, содержащий обратную транскрип тазу (TERT) - белковую субъединицу, обеспечива ющую полимеразную активность, и теломеразную РНК (TER) [1, 2]. Теломеразная РНК содержит матрицу для синтеза теломер, а также выполня ет важную архитектурную функцию, действуя как структурный каркас для формирования актив ного фермента [3]. В формировании активного цен тра теломеразы участвуют разные элементы слож ной пространственной структуры теломеразной РНК, которые cпособствуют эффективному добав лению нуклеотидов в процессе синтеза теломерного повтора, а также транслокации фермента на тело мере, необходимой для процессивного синтеза длин ной теломерной последовательности [4]. С разны ми доменами теломеразной РНК взаимодействуют дополнительные белковые факторы, необходимые для ее стабилизации, эффективной сборки и регуляции активности фермента, локализации и транс порта внутри клетки. СТРУКТУРА ТЕЛОМЕРАЗНЫХ РНК Теломеразные РНК дрожжей и млекопитающих, не смотря на высокую степень вариации как размеров, так и нуклеотидных последовательностей, содержат четыре консервативных структурных элемента, не обходимых для образования и функционирования фермента [5-11]. Матричный участок, как следует из его названия, служит матрицей для синтеза тело мер [3], псевдоузел участвует в позиционировании матричного участка в активном центре фермента [12] и вместе cо STE-элементом (stem-terminus element) взаимодействует с TERT, а видоспецифичный 3’-концевой элемент обеспечивает стабильность те ломеразной РНК [13] и необходим для правильной внутриклеточной локализации теломеразной РНК [14-16] (рис. 1). ПРОЦЕССИНГ И ЛОКАЛИЗАЦИЯ ТЕЛОМЕРАЗНЫХ РНК Процессинг и локализация теломеразной РНК Saccharomyces cerevisiae (TLC1) В процессе транскрипции РНК-полимераза II син тезирует две формы теломеразной РНК: длинную полиаденилированную и короткую неполиаденили рованную. Судьба длинной полиаденилированной формы в настоящий момент плохо изучена. Известно, что доля этой формы составляет 10% от всей теломе разной РНК клетки, но она не поддерживает актив ность теломеразы [17]. Предполагается, что длинная полиаденилированная теломеразная РНК может процессироваться до зрелой каталитически ак тивной формы. Известно, что экспрессия TLC1 дрожжей S. cerevisiae под контролем сильного про мотора (pGal4), направляющего экспрессию белок кодирующих генов, приводит к накоплению полиаденилированной формы, но не влияет на содержание неполиаденилированной, а нарушение системы по лиаденилирования блокирует образование полиаде нилированной формы и сильно снижает количество зрелой TLC1 в клетке [17, 18]. Эти данные позволяют предполагать, что длинный полиаденилированный первичный транскрипт может подвергаться про цессингу с образованием зрелой теломеразной РНК, хотя экспериментальных данных, подтверждающих такой механизм, до сих пор не получено. В клетках дрожжей в образовании двух форм первичного транскрипта теломеразной РНК прини мают участие разные транскрипционные комплек сы, ассоциированные с РНК-полимеразой II. РНК полимераза II на стадии инициации транскрипции образует комплекс с факторами терминации и про цессинга, т.е. промотор определяет механизм терми нации. Оказалось, что полиаденилированная и непо лиаденилированная формы первичного транскрипта теломеразной РНК S. cerevisiae образуются неза висимо. Нарушение сигналов полиаденилирования приводит к исчезновению длинной полиаденилиро ванной формы TLC1, но не влияет на образование не полиаденилированной зрелой формы [18]. TLC1 ассо циирована с факторами терминации транскрипции Nrd1-Nab3-Sen1, характерными для некодирующих РНК [19]. В 3’-концевой области гена TLC1 находят ся участки связывания факторов терминации Nab3 и Nrd1, делеция которых приводит к накоплению полиаденилированного первичного транскрипта [18, 19]. Известно, что факторы терминации Nrd1, Nab3 и Sen1 ассоциированы с комплексом, состоящим из РНК-полимеразы II, кеп-связывающего комплек са (CBP80, CBP20), экзосомы и TRAMP [20]. В со став TRAMP входят белки TRF4/5 (неканоническая поли(А)-полимераза), Air1/2 (РНК-связывающий бе лок) и РНК-хеликаза MTR4 [21, 22]. TRF4 добавляет короткую олиго(А)-последовательность, создавая не структурированный 3’-конец таких некодирующих РНК, как малые ядерные, ядрышковые и TLC1, кото рый может процессироваться экзосомой [18, 23-26]. Работу экзосомы ограничивают Sm-белки, ассоции рованные с 3’-концевым участком зрелой теломераз ной РНК. Если экзосома не встречает на своем пути преграды в виде комплекса Sm-белков, то она пол ностью деградирует малые ядерные и ядрышковые РНК, а также теломеразную РНК [27] (рис. 2). Локализация в клетке и сборка активного теломеразного комплекса S. cerevisiae Один из важных этапов биогенеза теломеразной РНК и самой теломеразы - правильная внутриклеточ ная локализация их компонентов (рис. 2). Как уже сказано, первичный транскрипт теломеразной РНК как дрожжей, так и человека подвергается котран скрипционному процессингу с последующим со зреванием или деградацией при помощи экзосомы. При правильном созревании теломеразная РНК S. cerevisiae оказывается в ядрышке, где происходит гиперметилирование ее кепа ферментом Tgs1 [28]. Триметилированная процессированная форма TLC1 экспортируется из ядра системой ядерно-цитоплаз матического транспорта [29]. За экспорт теломераз ной РНК отвечают Crm1/Xpo1, а также факторы экспорта мРНК Mex67 и Dbp5/Rat8. В цитоплазме теломеразная РНК образует комплекс с белковыми субъединицами теломеразы Est1, Est2 и Est3, после чего факторы импорта в ядро, Mtr10 и Kap122, пере носят фермент обратно в ядро [29-31], где в поздней S-фазе он взаимодействует с теломерами и удлиняет их. Процессинг теломеразных РНК делящихся дрожжей Теломеразная РНК претерпела в процессе эволю ции значительные изменения, которые коснулись как структуры, так и механизма процессинга. В на стоящий момент не остается сомнений, что у всех ор ганизмов теломеразная РНК синтезируется в виде длинного предшественника, правильный процессинг которого приводит к появлению зрелой каталити чески активной теломеразной РНК. Теломеразная РНК участвует в тонкой регуляции состояния клет ки, поэтому для правильного функционирования те ломеразной РНК ее количество в клетке необходимо поддерживать на физиологическом уровне. В деля щихся дрожжах (Schizosaccharomycetes) [32], дрож жах Hansenula polymorha (Saccharomycetaceae) [33] и других грибах (Sordariaceae, Trichocomaceae) [34] предшественник теломеразной РНК синтезируется РНК-полимеразой II в виде полиаденилированного транскрипта (рис. 3). Первичный транскрипт тело меразной РНК в клетках этих организмов содержит два экзона, интрон и поли(А)-последовательность на 3’-конце. Процессинг первичного транскрипта осу ществляет сплайсосома. В результате первой стадии сплайсинга (разрезание в 5’-участке сплайсинга) об разуется зрелая форма теломеразной РНК. Впервые процессинг, осуществляемый сплайсосомой, был об наружен в клетках дрожжей Schizosaccharomyces pombe [32]. Как известно, сплайсинг является стро гокоординированным процессом, все стадии которо го протекают очень быстро и в строго определенном порядке. На первой стадии 2’-гидроксильная группа аденозина в точке ветвления, находящейся в середи не участка ветвления, атакует 5’-концевой участок сплайсинга по сахарофосфатному остову. В резуль тате образуется интермедиат, имеющий структуру лассо, где 5’-конец интрона присоединен к точке ветвления через 2’-5’-связь. Освободившаяся 3’-ги дроксильная группа 5’-концевого экзона атакует 3’-концевой участок сплайсинга, что приводит к со единению экзонов и выщеплению интрона в виде ла риата. В состав сплайсосомы входят малые ядерные РНК (мяРНК) U1, U2, U4, U5 и U6, которые за счет комплементарных взаимодействий с разными участ ками пре-мРНК направляют и обеспечивают быстрое и точное прохождение сплайсинга [35]. Оказалось, что замедление сплайсинга предшественника TER после эффективной первой стадии обусловлено осо бенностями регуляторных участков самой теломе разной РНК [32, 36]. В S. pombe расстояние между точкой ветвления и 3’-концевым участком сплай синга теломеразной РНК равно 22 нуклеотидам [32], что примерно в 2 раза больше, чем у большинства интронов этого организма [37]. Укорочение интрона до 14 нуклеотидов приводит к полному сплайсингу и деградации теломеразной РНК [32]. Дальнейший анализ участков сплайсинга выявил интересные особенности [31, 35]. Оказалось, что неполная ком плементарность 5’-концевого участка сплайсинга U1 мяРНК [32], высокая степень комплементарности участка ветвления и U2 мяРНК, большое расстоя ние между точкой ветвления и 3’-концевым участком сплайсинга, а также слабый полипиримидиновый тракт синергично снижают скорость перехода ко вто рой стадии сплайсинга [36]. В процессинге теломераз ной РНК S. pombe участвуют белки PrP22 и PrP43, являющиеся хеликазами с DExD/H-боксом [36]. Эти белки, используя энергию гидролиза АТР, высво бождают интермедиаты сплайсинга при замедлении второй стадии (лигирование экзонов). Таким образом происходит высвобождение сплайсосомы, застывшей на интермедиатах, когда переход ко второй стадии сплайсинга затруднен [38]. Мутации, ингибирующие АТР-азную активность этих белков, значительно увеличивают содержание полностью сплайсирован ной формы TER1 [36]. Известно, что с теломеразной РНК дрожжей S. cerevisiae связаны Sm-белки [39], которые также взаи модействуют с U1, U2, U4 и U5 мяРНК [40, 41]. Участок связывания Sm-белков расположен в нескольких ну клеотидах от 3’-конца зрелой формы [39]. В клетках S. pombe сплайсосома разрезает TER1 на расстоянии одного нуклеотида от участка связывания Sm-белков, что может нарушать стабильность этого комплекса. Оказалось, что Sm-белки взаимодействуют с поли аденилированным предшественником TER1 и спо собствуют его разрезанию сплайсосомой [42]. Smd2 привлекает Tgs1, который осуществляет посттран скрипционное гиперметилирование TER1 с образо ванием 2,2,7-триметилгуанозинового 5’-кепа. После разрезания и гиперметилирования TER1 Sm-белки диссоциируют и замещаются Lsm-белками (рис. 3), которые защищают теломеразную РНК от деградации экзосомой [42]. Впоследствии выяснилось, что другие виды де лящихся дрожжей, а также грибов поддерживают процессинг теломеразной РНК путем разрезания предшественника сплайсосомой. У S. cryophilius и S. octoporus 5’-концевой участок сплайсинга содер жит цитозин в третьем положении, что стабилизи рует взаимодействие с U6 мяРНК на первой стадии и замедляет переход ко второй [43]. У Aspergillus sp. и Neurospora crassa первый нуклеотид 5’-концево го участка сплайсинга - аденин - важен для высво бождения процессированного продукта после первой стадии сплайсинга [33, 42]. Предполагается, что образование неканонических взаимодействий между первым и последним гуанозином в интроне необ ходимо для позиционирования 3’-концевого участ ка сплайсинга во второй реакции трансэтерифика ции и лигирования экзонов [44], а замена гуанозина на аденин в теломеразных РНК, наиболее близких к общему предку грибов семейств Pezizomycotina и Taphrinomycotina, препятствует образованию пра вильной трехмерной структуры и приводит к оста новке сплайсинга после первой реакции трансэте рификации и последующей диссоциации застывшей сплайсосомы [34, 36, 43]. Кардинальные различия в механизме процессинга теломеразных РНК у эволюционно-родственных ор ганизмов не влияют на строгий контроль количества и качества теломеразной РНК в клетке. В клетках дрожжей экзосома деградирует неправильно про цессированную теломеразную РНК так же, как РНК, не образовавшую комплекс с белками, регулирую щими ее локализацию и активность. Процессинг и локализация теломеразной РНК человека Теломеразные РНК дрожжей и человека значи тельно различаются длиной и структурой, однако при этом сохраняется консервативность основных элементов, важных для формирования и функцио нирования теломеразного комплекса. Зрелая тело меразная РНК человека (hTR) состоит из 451 нукле отида [45]. Транскрипцию гена hTR осуществляет РНК-полимераза II [46]. Промотор гена hTR доста точно хорошо картирован, а терминаторная область изучена плохо [47]. Предполагается, что сначала образуется первичный транскрипт, длина которого до сих пор не определена. Удлиненную до 541 нукле отида форму теломеразной РНК человека выявили первоначально методом обратной транскрипции с по следующей ПЦР-амплификацией [45]. Более свежие данные, полученные методом высокопроизводитель ного секвенирования, свидетельствуют о существо вании первичного транскрипта теломеразной РНК длиной до 1451 нуклеотида [48]. 3’-Концевой домен теломеразной РНК человека образует структуру, схожую со структурами, общими для РНК семейства Н/АСА [49]. Эта структура состоит из двух шпилек, соединенных одноцепочечной петлей H, и содержит одноцепочечный мотив 5’-АСА-3’, находящийся в 3 нуклеотидах от 3’-конца зрелой теломеразной РНК (рис. 1). Н/АСА-шпильки ассоциированы с набором из четырех белков: дискерина, NHP2, NOP10 и GAR1 [13]. Н/АСА-шпилька и белки, связанные с ней, обе спечивают стабильность теломеразной РНК, так же как и других Н/АСА-РНК. Известно, что Н/АСА- РНК служат гидами при направленном псевдоури дилировании рибосомных РНК, но мишень теломе разной РНК не определена, поэтому Н/АСА-мотиву в ее составе отводится только стабилизирующая функция. Совмещение методов глубокого секвенирования и определения 3’-конца РНК (3’-RACE) позволило выявить гетерогенность 3’-конца теломеразной РНК человека [50]. Оказалось, что 3’-концевая последова тельность может содержать от одного до семи допол нительных нуклеотидов, соответствующих геномной последовательности, и короткий олиго(А)-участок (1-10 нуклеотидов). Таким образом, можно заклю чить, что теломеразная РНК синтезируется в виде удлиненного предшественника, который процесси руется с образованием промежуточной олигоадени лированной формы. Известно, что мяРНК, содержащие Н/АСА мотивы, подвергаются процессингу при помощи экзосомы [51]. В клетках млекопитающих экзосо му к ее субстрату привлекают несколько белковых комплексов. Известно, что комплекс TRAMP (TRF4, ZCCHC7 и MTR4) участвует в деградации некодиру ющих РНК и аберрантных транскриптов в ядрышке. Для этого белок TRF4 олигоаденилирует транскрипт, что служит сигналом для деградации экзосомой [51, 52]. Комплекс NEXT (RBM7, ZCCHC8 и MTR4) привлекает экзосому на активно транскрибируе мые РНК и так называемые PROMoter uPstream Transcripts (PROMPTs), синтез которых начинается перед промоторами кодирующих генов [53, 54]. NEXT взаимодействует с кеп-связывающим комплексом (CBC), образуя комплекс СBCN и осуществляя ко транскрипционный кеп-зависимый 3’-процессинг или деградацию РНК в ядре [54-57]. Инактивирующие мутации в гене PARN1, коди рующем поли(А)-рибонуклеазу 1, были обнаружены недавно у больных с выраженными проявлениями дискератоза, заболевания, связанного с короткими теломерами [58]. Оказалось, что нарушения в функ ционировании, а также нокдаун гена PARN1 приво дят к снижению общего количества теломеразной РНК в клетках при увеличении доли непроцессиро ванной олигоаденилированной РНК [16, 47, 58, 59]. В группе Baumann обнаружили, что сплайсостатин А, ингибитор сплайсинга, не влияет на процессинг теломеразной РНК человека [48], в то время как изо гинкгетин, который блокирует работу не только сплайсосомы, но и экзосомы [55], ингибирует процес синг этой РНК, приводя к накоплению 3’-удлиненной формы. В клетках со сниженным содержанием белка RRP40, основного компонента экзосомы, а также ас социированных с ней двух нуклеаз - RRP6 и DIS3 - происходит накопление удлиненной с 3’-конца и зре лой форм теломеразной РНК и снижение количества олигоаденилированной формы. Зрелая теломераз ная РНК накапливается и при нокдауне компонен та микропроцессора DGCR8. Оказалось, что DGCR8 участвует в привлечении экзосомы к мяРНК и те ломеразной РНК, регулируя таким образом их об щее количество в клетке [60]. Нокдаун компонентов NEXT, а также комплекса СВС способствует нако плению 3’-удлиненной формы теломеразной РНК [48]. Белок TRF4, компонент TRAMP, а также кано нические поли(А)-полимеразы PAPα и РАРγ осу ществляют олигоаденилирование предшественника теломеразной РНК [61]. Интересно, что олигоадени лирование теломеразной РНК белком TRF4 способ ствует ее деградации, а PAPα/γ участвует в процес синге с образованием зрелой теломеразной РНК [61]. Олигоаденилированную форму теломеразной РНК человека стабилизирует PABPN1 (ядерный поли(А) связывающий белок 1), который стимулирует синтез поли(А)-последовательности и привлекает PARN, способствуя созреванию hTR. Свободная олиго(А) последовательность, не защищенная PABPN1, слу жит сигналом деградации РНК комплексом TRAMP с экзосомой [61]. Одну из важных ролей в процессинге теломераз ной РНК человека играют белки, взаимодейству ющие с доменом Н/АСА. Дискерин, NOP10, NHP2, NAF1 и GAR1 являются РНК-шаперонами, и их взаимодействие с теломеразной РНК в ходе процес синга стабилизирует ее, предотвращая деградацию экзосомой. Дискерин защищает теломеразную РНК от деградации ядерной 3’-5’-экзосомой. Нокдаун дис керина и мутации, нарушающие связывание тело меразной РНК с этим белком, приводят к снижению количества зрелой формы теломеразной РНК в клет ках, тогда как нокдаун дискерина и PARN1 вызыва ют накопление теломеразной РНК в цитоплазмати ческих тельцах, названных cyTER (cytoplasmic TER). Деградация теломеразной РНК с 5’-конца, осущест вляемая декепирующим белком DCP2 и 5’-3’-экзо нуклеазой XRN1 [16], также свидетельствует о ци топлазматической локализации теломеразной РНК. Суммируя данные по процессингу теломеразной РНК человека, можно предложить общую схему ее синтеза и созревания (рис. 4). Первичный транс крипт во время синтеза РНК-полимеразой II кепи руется и взаимодействует с дискерином, NOP10, NHP2 и NAF1, которые стабилизируют и защищают РНК от деградации [62]. Часть теломеразной РНК, с которой связан дискерин и другие шапероны, пре терпевает процессинг с образованием зрелой формы. Для этого комплекс NEXT c экзосомой привлекается СВС-комплексом и укорачивает длинный предше ственник в ядре до тех пор, пока не встречает пре граду в виде комплекса белков, связанных с моти вом Н/АСА [48]. Такой продукт содержит от одного до семи дополнительных нуклеотидов на 3’-конце. Ядерные поли(А)-полимеразы PAPα, PAPγ и TRF4, компонент ассоциированного с экзосомой ядрышко вого комплекса TRAMP, олигоаденилируют такой субстрат [48, 60]. Олигоаденилированный предше ственник взаимодействует с PABPN1 [60], который защищает его от дальнейшей деградации, а также привлекает PARN1 [16, 48, 59, 60]. PARN1 аккуратно укорачивает олиго(А)-последовательность и остав шиеся дополнительные нуклеотиды, образуя зре лую форму теломеразной РНК. Первичный транс крипт, который не образовал комплекс с дискерином и другими шаперонами, подвергается деградации комплексом TRAMP с экзосомой. Некоторая часть первичного транскрипта экспортируется из ядра в цитоплазму, где декепируется белком DCP2 и под вергается деградации цитоплазматической 5’-3’-эк зонуклеазой XRN1 [16]. Известно, что в опухолевых клетках линии HeLa теломеразная РНК накапливается в тельцах Кахаля. В структуре теломеразной РНК выделяют участок, так называемый САВ-бокс, отвечающий за ее ло кализацию в тельцах Кахаля, где происходит взаи модействие теломеразы с теломерой [63]. Мутации в CАВ-боксе [14], так же как и мутации в белке TCAB1 [64], нарушают локализацию теломеразной РНК человека в тельцах Кахаля. TCAB1 взаимо действует с САВ-боксом теломеразной РНК и обе спечивает ее локализацию в тельцах Кахаля [64]. И мутации, и отсутствие ТСАВ1 не влияют на фер ментативную активность теломеразы, но препят ствуют ее локализации в тельцах Кахаля и на те ломерах [65]. Вероятно, hTERT может образовать комплекс с hTR как в ядре, так и в цитоплазме, но в локализации теломеразы на теломере участву ют тельца Кахаля и непосредственно теломеразная РНК. В последних работах по изучению процессинга и локализации теломеразных РНК дрожжей и че ловека показано, что количество теломеразной РНК в клетке находится под очень строгим контролем. Предполагается, что процессинг и деградация тело меразной РНК являются конкурирующими процес сами, баланс которых регулирует количество тело меразной РНК в клетке. Обнаружение теломеразной РНК в цитоплазме ставит новые вопросы. Непонятно, необходима ли эта стадия для процессинга или сбор ки теломеразы или теломеразная РНК человека вы полняет в клетке альтернативные функции, некото рые из которых описаны ранее [66]. ЗАКЛЮЧЕНИЕ Теломераза поддерживает пролиферативный по тенциал клеток, что делает ее одним из важней ших объектов изучения старения и трансформации клетки. Нарушения в функционировании теломе разы приводят к развитию опухолей и теломеропа тий. Один из основных компонентов теломеразы - теломеразная РНК, ген которой экспрессируется в большинстве типов клеток на протяжении всей жизни. Экспрессия гена hTERT, кодирующего вто рой компонент теломеразы, тонко регулируется, и активация фермента зависит от появления белка hTERT в клетке. Механизм синтеза и процессинга теломеразной РНК привлекает внимание ученых уже больше 10 лет, а за последнее время произошел настоящий прорыв в изучении этой важной стадии биогенеза теломеразы. Одной из наиболее важных особенностей процессинга теломеразных РНК явля ется тонкая регуляция количества этой молекулы в клетке. Как у дрожжей, так и у человека в процес синге теломеразной РНК участвует экзосома, кото рая быстро деградирует РНК, не защищенную РНК шаперонами. Оказывается, большая часть продукта транскрипции гена теломеразной РНК деградирует в процессе биогенеза. Нарушения процессинга при водят к деградации теломеразной РНК, что вызывает развитие ряда заболеваний, относящихся к теломе ропатиям. Несмотря на прогресс в понимании механизмов процессинга теломеразной РНК, остаются вопросы, ответы на которые пока не найдены. Полное и де тальное понимание как механизмов функционирова ния, так и биогенеза теломеразы позволит разрабо тать новые подходы к терапии заболеваний, развитие которых связано с нарушениями системы поддержа ния теломер.

×

Об авторах

M. П. Рубцова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: mprubtsova@gmail.com
Россия

Д. П. Василькова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: mprubtsova@gmail.com
Россия

Ю. В. Нарайкина

Сколковский институт науки и технологий; Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: mprubtsova@gmail.com
Россия

O. A. Донцова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: mprubtsova@gmail.com
Россия

Список литературы

  1. Greider C.W., Blackburn E.H. // Cell. 1987, V.51, №6, P.887-898
  2. Morin G.B. // Cell. 1989, V.59, №3, P.521-529
  3. Shippen-Lentz D., Blackburn E.H. // Science. 1990, V.247, №4942, P.546-552
  4. Blackburn E.H., Collins K. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2011, V.3, №5, a003558
  5. Theimer C.A., Feigon J. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2006, V.16, №3, P.307-318
  6. Egan E.D., Collins K. // RNA. 2012, V.18, №10, P.1747-1759
  7. Schmidt J.C., Cech T.R. // Genes Dev. 2015, V.29, №11, P.1095-1105
  8. Zhang Q., Kim N.K., Feigon J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011, V.108, №51, P.20325-20332
  9. Qi X., Li Y., Honda S., Hoffmann S., Marz M., Mosig A., Podlevsky J.D., Stadler P.F., Selker E.U., Chen J.J.L. // Nucleic Acids Research 2013, V.41, №1, P.450-462
  10. Webb C.J., Zakian V.A. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2008, V.15, №1, P.34-42
  11. Evfratov S.A., Smekalova E.M., Golovin A.V., Logvina N.A., Zvereva M.I., Dontsova O.A. // Acta Naturae. 2014, V.6, №2, P.41-47
  12. Niederer R.O., Zappulla D.C. // RNA. 2015, V.21, №2, P.254-261
  13. Fu D., Collins K. // Molecular Cell 2003, V.11, №5, P.1361-1372
  14. Jády B.E., Bertrand E., Kiss T. // J. Cell Biol. 2004, V.164, №5, P.647-652
  15. Kiss T., Fayet-Lebaron E., Jády B.E. // Molecular Cell 2010, V.37, №5, P.597-606
  16. Shukla S., Schmidt J.C., Goldfarb K.C., Cech T.R., Parker R. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016, V.23, №4, P.286-292
  17. Chapon C., Cech T.R., Zaug A.J. // RNA 1997, V.3, №11, P.1337-1351
  18. Smekalova E.M., Shubernetskaya O.S., Zvereva M.I., Gromenko E.V., Rubtsova M.P., Dontsova O.A. // Biochemistry. 2012, V.77, №10, P.1120-1128
  19. Jamonnak N., Creamer T.J., Darby M.M., Schaughency P., Wheelan S.J., Corden J.L. // RNA. 2011, V.17, №11, P.2011-2025
  20. Noël J.-F., Larose S., Abou Elela S., Wellinger R.J. // Nucleic Acids Research. 2012, V.40, №12, P.5625-5636
  21. Vasiljeva L., Buratowski S. // Molecular Cell 2006, V.21, №2, P.239-248
  22. Porrua O., Libri D. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2015, V.16, №3, P.190-202
  23. Jia H., Wang X., Anderson J.T., Jankowsky E. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012, V.109, №19, P.7292-7297
  24. Jia H., Wang X., Liu F., Guenther U.P., Srinivasan S., Anderson J.T., Jankowsky E. // Cell. 2011, V.145, №6, P.890-901
  25. Wyers F., Rougemaille M., Badis G., Rousselle J.C., Dufour M.E., Boulay J., Régnault B., Devaux F., Namane A., Séraphin B. // Cell. 2005, V.121, №5, P.725-737
  26. Houseley J., LaCava J., Tollervey D. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2006, V.7, №7, P.529-539
  27. Coy S., Volanakis A., Shah S., Vasiljeva L. // PLoS One 2013, V.8, №6, url www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3675052/
  28. Mouaikel J., Verheggen C., Bertrand E., Tazi J., Bordonné R. // Molecular Cell 2002, V.9, №4, P.891-901
  29. Gallardo F., Olivier C., Dandjinou A.T., Wellinger R.J., Chartrand P. // EMBO J. 2008, V.27, №5, P.748-757
  30. Ferrezuelo F., Steiner B., Aldea M., Futcher B. // Mol. Cell. Biol. 2002, V.22, №17, P.6046-6055
  31. Wu H., Becker D., Krebber H. // Cell Rep. 2014, V.8, №6, P.1630-1638
  32. Box J.A., Bunch J.T., Tang W., Baumann P. // Nature 2008, V.456, №7224, P.910-914
  33. Smekalova E.M., Malyavko A.N., Zvereva M.I., Mardanov A.V., Ravin N.V., Skryabin K.G., Westhof E., Dontsova O.A. // RNA. 2013, V.19, №11, P.1563-1574
  34. Qi X., Rand D.P., Podlevsky J.D., Li Y., Mosig A., Stadler P.F., Chen J.J.L. // Nat. Commun. 2015, V.6, P.6105
  35. Wahl M.C., Will C.L., Lührmann R. // Cell. 2009, V.136, №4, P.701-718
  36. Kannan R., Hartnett S., Voelker R.B., Berglund J.A., Staley J.P., Baumann P. // Genes Dev. 2013, V.27, №6, P.627-638
  37. Zhang M.Q., Marr T.G. // Nucleic Acids Research 1994, V.22, №9, P.1750-1759
  38. Semlow D.R., Staley J.P. // Trends Biochem. Sci. 2012, V.37, №7, P.263-273
  39. Seto A.G., Zaug A.J., Sobel S.G., Wolin S.L., Cech T.R. // Nature 1999, V.401, №6749, P.177-180
  40. Raker V.A., Plessel G., Lührmann R. // EMBO J. 1996, V.15, №9, P.2256-2269
  41. Patel S.B., Bellini M. // Nucleic Acids Research 2008, V.36, №20, P.6482-6493
  42. Tang W., Kannan R., Blanchette M., Baumann P. // Nature 2012, V.484, №7393, P.260-264
  43. Kannan R., Helston R.M., Dannebaum R.O., Baumann P. // Nat. Commun. 2015, V.6, P.6104
  44. Parker R., Siliciano P.G. // Nature 1993, V.361, №6413, P.660-662
  45. Feng J., Funk W.D., Wang S.S., Weinrich S.L., Avilion A.A., Chiu C.P., Adams R.R., Chang E., Allsopp R.C., Yu J. // Science. 1995, V.269, №5228, P.1236-1241
  46. Egan E.D., Collins K. // Mol. Cell. Biol. 2012, V.32, №13, P.2428-2439
  47. Zhao J.Q., Hoare S.F., McFarlane R., Muir S., Parkinson E.K., Black D.M., Keith W.N. // Oncogene. 1998, V.16, №10, P.1345-1350
  48. Tseng C.K., Wang H.-F., Burns A.M., Schroeder M.R., Gaspari M., Baumann P. // Cell Rep. 2015, V.13, №10, P.2232-2243
  49. Mitchell J.R., Collins K. // Molecular Cell 2000, V.6, №2, P.361-371
  50. Goldfarb K.C., Cech T.R. // BMC Mol. Biol. 2013, V.14, P.23
  51. Berndt H., Harnisch C., Rammelt C., Stöhr N., Zirkel A., Dohm J.C., Himmelbauer H., Tavanez J.P., Hüttelmaier S., Wahle E. // RNA. 2012, V.18, №5, P.958-972
  52. Rammelt C., Bilen B., Zavolan M., Keller W. // RNA. 2011, V.17, №9, P.1737-1746
  53. LaCava J., Houseley J., Saveanu C., Petfalski E., Thompson E., Jacquier A., Tollervey D. // Cell. 2005, V.121, №5, P.713-724
  54. Ntini E., Järvelin A.I., Bornholdt J., Chen Y., Boyd M., Jørgensen M., Andersson R., Hoof I., Schein A., Andersen P.R. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013, V.20, №8, P.923-928
  55. Andersen P.R., Domanski M., Kristiansen M.S., Storvall H., Ntini E., Verheggen C., Schein A., Bunkenborg J., Poser I., Hallais M. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013, V.20, №12, P.1367-1376
  56. Lubas M., Christensen M.S., Kristiansen M.S., Domanski M., Falkenby L.G., Lykke-Andersen S., Andersen J.S., Dziembowski A., Jensen T.H. // Molecular Cell 2011, V.43, №4, P.624-637
  57. Lubas M., Andersen P.R., Schein A., Dziembowski A., Kudla G., Jensen T.H. // Cell Rep. 2015, V.10, №2, P.178-192
  58. Tummala H., Walne A., Collopy L., Cardoso S., de la Fuente J., Lawson S., Powell J., Cooper N., Foster A., Mohammed S. // J. Clin. Invest. 2015, V.125, №5, P.2151-2160
  59. Moon D.H., Segal M., Boyraz B., Guinan E., Hofmann I., Cahan P., Tai A.K., Agarwal S. // Nat. Genet. 2015, V.47, №12, P.1482-1488
  60. Macias S., Cordiner R.A., Gautier P., Plass M., Cáceres J.F. // Molecular Cell 2015, V.60, №6, P.873-885
  61. Nguyen D., Grenier St-Sauveur V., Bergeron D., Dupuis-Sandoval F., Scott M.S., Bachand F. // Cell Rep. 2015, V.13, №10, P.2244-2257
  62. Egan E.D., Collins K. // Mol. Cell. Biol. 2010, V.30, №11, P.2775-2786
  63. Cristofari G., Adolf E., Reichenbach P., Sikora K., Terns R.M., Terns M.P., Lingner J. // Molecular Cell 2007, V.27, №6, P.882-889
  64. Venteicher A.S., Abreu E.B., Meng Z., McCann K.E., Terns R.M., Veenstra T.D., Terns M.P., Artandi S.E. // Science. 2009, V.323, №5914, P.644-648
  65. Stern J.L., Zyner K.G., Pickett H.A., Cohen S.B., Bryan T.M. // Mol. Cell. Biol. 2012, V.32, №13, P.2384-2395
  66. Rubtsova M.P., Vasilkova D.P., Malyavko A.N., Naraikina Y.V., Zvereva M.I., Dontsova O.A. // Acta Naturae. 2012, V.4, №2, P.44-61

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Рубцова M.П., Василькова Д.П., Нарайкина Ю.В., Донцова O.A., 2016

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах