Экспериментальное моделирование травмы спинного мозга у лабораторных крыс

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Заболевания, приобретенные в результате травмы спинного мозга, занимают одно из ведущих мест в мире. Поиск новых терапевтических соединений и биодеградируемых многомерных материалов для восстановления функций спинного мозга является актуальной задачей. В обзоре обобщены данные о наиболее часто используемых экспериментальных моделях травмы спинного мозга у лабораторных крыс, а также проанализирован опыт применения биодеградируемых многомерных материалов - скаффолдов при экспериментальном изучении спинальной травмы. Проведен систематический анализ значимых преимуществ и недостатков описанных моделей.

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ Одной из наиболее острых и социально значимых задач современной регенеративной медицины остается функциональное восстановление спинного мозга при структурных дефектах различного генеза, большинство из которых обусловлены травмой [1]. Травма спинного мозга (ТСМ) признается одной из основных причин инвалидности [2]. По данным ВОЗ, ежегодно до 500 000 человек получают повреждение спинного мозга [3]. Основными причинами ТСМ являются дорожно-транспортные происшествия (38%), падения (22.2%), спортивные травмы и несчастные случаи (22.5%) [4]. Клиническая картина ТСМ характеризуется дефицитом двигательной активности, нарушениями сенсорных и вегетативных функций, нейропатическими болями. Патогенез спинальной травмы обычно обременен плохим прогнозом, связанным с развитием паралича. Кроме того, некоторые заболевания могут вызывать или увеличивать риск повреждения спинного мозга [5]. Помимо прямых последствий ТСМ, связанных с потерей моторной, сенсорной и вегетативной функций, существует вероятность развития вторичных процессов, которые могут усугубить травму и привести к атрофии мышц, хроническим болям, инфекции мочевыводящих путей и пролежням [6, 7]. Современное понимание процессов стимулирования роста нервов и формирования комплекса иммунологических, воспалительных и рубцово-образовательных реакций, возникающих в ответ на ТСМ, привело к развитию ряда фармакологических методов лечения. В сочетании с различными клеточными и аддитивными технологиями эти методы дают надежду на то, что в скором времени большинство травм спинного мозга будут излечимы [8-11]. Испытание новых материалов и техник, способствующих регенерации спинного мозга на животных моделях, необходимый и важный этап доклинической разработки стратегии лечения травм спинного мозга. Одним из ключевых объектов биомоделирования спинальной травмы является крыса. Повреждения спинного мозга у крысы стали основной моделью, используемой для оценки стратегии экспериментального лечения ТСМ [4, 12]. В этом обзоре рассмотрены последние достижения в применении биодеградируемых многомерных материалов - скаффолдов, призванных обеспечить регенеративный рост аксонов по всей площади повреждения спинного мозга, создавая тем самым среду для его эндогенного восстановления. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ МОДЕЛИ ТРАВМЫ СПИННОГО МОЗГА У ЛАБОРАТОРНЫХ КРЫС При выборе оптимальной животной модели для решения конкретных исследовательских задач необходимо учитывать множество факторов: вид, возраст, размер, пол животных, возможность применения методов визуализации и функциональной оценки их состояния. Начиная со второй половины прошлого века способы предотвращения последствий травмы спинного мозга стали предметом систематического исследования на различных животных, включая крыс, мышей, кошек, собак, минипигов [13-15]. Экспериментальные модели различаются типами травматических повреждений спинного мозга: контузионным, компрессионным, дистракционным, дислокационным, химическим, ишемическим и реперфузионным, а также различными видами лацерации. Из большого числа разработанных на крысах моделей ТСМ наибольшее распространение получили модели, приближенные к клинической практике закрытых травм: компрессионная, имитирующая сдавливание, и контузионная, имитирующая ушиб [16-18]. Средняя продолжительность эксперимента в большинстве исследований составляет около 2 месяцев. Основным критерием оценки адекватности модели является регистрация морфологических изменений (аксональной регенерации, миелинизации, васкуляризации, плотности глиального рубца, воспалительной реакции) гистологическими методами (изучают, как правило, поперечные и сагиттальные срезы в зоне повреждения и смежных с ней, с проксимальной и дистальной сторон, областях). В качестве вспомогательных критериев используют методы аппаратной диагностики с помощью МРТ и функциональную оценку посредством электромиограммы. Клиническую оценку осуществляют по рейтинговой шкале Бассо, Битти и Бреснахан (ВВВ-тест) при перемещении крысы в открытом пространстве клетки из плексигласа с использованием цифровых камер с регистрацией соматосенсорных потенциалов [19- 21], теста «Динамическая весовая нагрузка» (ДВН) [22], а также по поведенческим тестам. К недостаткам большинства экспериментальных моделей ТСМ у крыс относятся слабая контролируемость степени воздействия, а также глубокие деструктивные изменения серого и белого вещества спинного мозга, включающие комплекс патологических сдвигов, гибель нейронов и глиальных клеток, дегенерацию нервных волокон, демиелинизацию, активацию микроглии и макрофагов [23]. Все эти нарушения приводят к возникновению устойчивого функционального дефицита. Модели контузионного, компрессионного, тракционного, фотохимического, воспалительного, ишемического и реперфузионного повреждений используют преимущественно для исследования патофизиологии ТСМ, так как они воспроизводят возможные механизмы нанесения травмы и повреждения спинного мозга [15]. Представленные способы моделирования могли бы полноценно отразить клинико-морфологические сдвиги при ТСМ у человека, однако большинство этих моделей трудно воспроизвести, и они не могут быть использованы для изучения регенерации спинного мозга при структурных повреждениях. Доказано, что функциональный дефицит спинного мозга крысы обусловлен в основном несостоятельностью проводящих путей белого вещества [24]. Поэтому при рассмотрении патофизиологических процессов спинальной травмы уместны аналогии с процессами, происходящими при травме периферических отделов нервной системы. Зависимость способности восстановления иннервации применительно к периферическому нерву от степени повреждения была установлена и количественно охарактеризована (в виде трех- и пятибалльной шкалы) еще в середине прошлого столетия [25-28]. При легкой степени (нейропраксии) повреждения периферических нервов аксональная регенерация экспериментально доказана и, более того, находит подтверждение в клинической практике. Известно много примеров восстановления иннервации эффекторного участка у млекопитающих как посредством хирургических техник, так и самопроизвольно. Установлено, что между нейронами, клетками Шванна, макрофагами и окружающей средой возникают «клеточно-сигнальные» факторы, которые способствуют ремиелинизации, росту и, что примечательно, самонаведению регенерирующего аксона [29-32]. Восстановление проводимости происходит в несколько этапов, включающих миелинизацию, прорастание аксона, образование синаптических контактов и, наконец, восстановление функций эффектора [33]. Доказано, что регенерация аксонов происходит в рострокаудальном направлении, вдоль прежнего пролегания волокна со средней скоростью примерно 1-2 мм в день [34-38]. При повреждениях средней степени тяжести в месте травмы происходит разрушение миелиновой оболочки аксона, антероградная (распространяющаяся от места повреждения к периферическому сегменту) Валлерова дегенерация дистального участка нерва, идущего к эффектору, в то время как проксимальный участок нерва и само тело нейрона остаются незатронутыми, обуславливая, например, фантомные боли после ампутации конечности [39]. В тяжелых случаях возможно образование невромы и глиальных рубцов. В 30% общего числа клинических случаев, преимущественно в боковых канатиках белого вещества спинного мозга образуются «ипсилатеральные» кисты (сирингомиелия, кистозная дегенерация) [40]. Установлено, что на стадии формирования рубцового перерождения глия выполняет барьерную функцию, препятствуя распространению продуктов тканевого распада и медиаторов воспаления (преимущественно макрофагов), а также обуславливает поддержку архитектоники органов центральной нервной системы. Однако, формируясь, тканевая структура таких дефектов уплотняется и препятствует регенеративному прорастанию аксонов, обуславливая тот факт, что после повреждения, сопровождающегося демиелинизацией, аксоны центральной нервной системы взрослых млекопитающих самостоятельно не восстанавливаются [40-42]. Одно из направлений методологии хирургического лечения ТСМ в наиболее часто встречающейся и показанной к оперативному разрешению хронической ее форме (на стадии уже сформированных структурных дефектов) - создание благоприятных условий для роста аксонов в виде обеспечения «свободного» пространства в зоне структурного дефекта путем устранения механических преград (рубцов) по принципу их иссечения в пределах здоровых тканей. Эта идея положена в основу целого ряда исследований по хирургическому созданию структурного дефекта спинного мозга у крыс посредством его полного пересечения скальпелем [43-52], частичной резекции посредством микрохирургических ножниц [41, 53-57]. Частичное пересечение спинного мозга (гемисекция) позволяет сравнить поврежденные и здоровые волокна у одного и того же животного. Например, гемисекция может быть использована для изучения локомоторной функции и ее восстановления на различных уровнях спинного мозга, а также для сравнения неврологического дефицита при контр- и ипсилатеральных поражениях. Кроме того, частичное иссечение спинного мозга приводит к менее тяжелой травме, чем полное иссечение, что в значительной степени облегчает послеоперационный уход за животным [58]. Во многих исследованиях показано, что у крыс восстановление функции спинного мозга происходит в первые 3 недели после нанесения травмы [13, 59], что нельзя связывать только с компенсаторными возможностями и регенерацией поврежденных аксонов. Это также свидетельствует о том, что односторонняя травматизация спинного мозга приводит к обратимой дисфункции спинного мозга за счет того, что посттравматические изменения в ткани не распространяются на участки спинного мозга, противоположные месту повреждения [60]. Также необходимо учитывать, что не всегда удается оценить объем полученных повреждений. В таких случаях для повышения точности эксперимента ученые были вынуждены прибегнуть к методу соматосенсорных вызванных потенциалов [61]. Модель полного пересечения спинного мозга представляет собой диссоциацию между каудальным и ростральным сегментами спинного мозга и выгодна своей легкой воспроизводимостью. После пересечения спинного мозга возникает каскад сложных патофизиологических процессов, которые ингибируют потенциальную регенерацию аксонов и формируют глиальный рубец. Эта модель описана у различных животных, включая крыс, мышей, кошек, собак и приматов [62]. Таким образом, модель полного пересечения спинного мозга наиболее удобна ввиду возможностей тканевой инженерии [63]. В комплексном подходе к лечению ТСМ с использованием скаффолдов, которые также могут нести как целевые молекулы, так и клетки в поврежденный участок спинного мозга, мы можем использовать только модели частичной структурной травмы спинного мозга: они полезны как для оценки регенерации аксонов, так и для последующего функционального восстановления. В большинстве работ экспериментальную травму спинного мозга моделировали на уровне грудного отдела позвоночника [37, 47, 50-54, 57, 64, 65]. Как правило, у людей ТСМ встречаются на шейном уровне, особенно спортивные травмы или травмы, полученные в результате ДТП [48, 49, 55, 56]. В связи с этим последние исследования сосредоточены в основном на моделях травм шейного уровня. В этих моделях по сравнению с моделями травм грудного отдела спинного мозга развивается выраженный неврологический дефицит, что усложняет уход и наблюдение за животными в послеоперационном периоде и резко повышает летальность [66]. С меньшей частотой описаны модели ТСМ на позвонках поясничного уровня [67]. Однако неврологический дефицит, полученный при травме поясничного отдела спинного мозга, в значительной степени возникает в результате повреждения серого вещества, наиболее развитого в поясничном утолщении, нежели из-за повреждения белого вещества. Наблюдения показывают, что повреждение серого вещества может привести к значительному функциональному дефициту, включая параплегию, при отсутствии нарушения основных нисходящих путей. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ СКАФФОЛДОВ ДЛЯ СТИМУЛИРОВАНИЯ РЕГЕНЕРАЦИИ И ФУНКЦИОНАЛЬНОГО ВОССТАНОВЛЕНИЯ СПИННОГО МОЗГА Активное развитие аддитивных технологий стереолитографии и тканевой инженерии дало мощный толчок для разработки новых биосовместимых каркасных биодеградируемых трехмерных материалов, которые могут стимулировать регенерацию аксонов и их функциональное восстановление. Большая часть исследований в области ТСМ направлена на уменьшение вторичных повреждений и способствование тканевой регенерации [7]. Наибольшее распространение получает комбинированный подход к лечению ТСМ, объединяющий скаффолды, трансплантацию клеток и доставку биоактивных веществ [33, 68]. Основное требование, предъявляемое к скаффолдам, - биосовместимость, благодаря которой должна создаваться среда, способствующая росту ткани и ее васкуляризации, позволяющая аксонам регенерировать через трансплантат. Изучением биодеградируемых многомерных материалов скаффолдов занимался целый ряд научных коллективов [7, 49, 65, 69-78]. Изучались скаффолды в виде сот [47], нановолокон [49], губок [50]. При этом появлялось множество вопросов, связанных с биосовместимостью материала. Последние работы количественно доказывают, что имплантация скаффолдов в зону структурного дефекта спинного мозга способствует аксональной регенерации. Так, например, в одной из работ уже через месяц после имплантации скаффолда в виде микрофиламентов зарегистрировано появление двигательной функции, а через 2 месяца по завершении эксперимента в структуре скаффолда было достоверно зафиксировано присутствие ремиелинизированных нервных волокон. Их доля составляла 10-25% от общего количества проводящих путей [33]. Еще одним направлением в развитии скаффолдов стало создание каркасов с близкими к тканям глиифизическими свойствами - гидрогелей [54, 57]. Сродство физических свойств импланта и субстрата выявило 3-4-кратное увеличение интенсивности регенеративного роста аксонов в гидрогелях по сравнению с жесткими механическими каркасами [37]. Проведено изучение in vivo гидрогелей с внутрикапиллярной и пористой структурой. Как характерную особенность гидрогелей, авторы отмечали потерю линейности каналов имплантов в хроническом опыте [22]. Одной из прогрессивных технологий производства гидрогелевых имплантов является двухфотонная полимеризация. По мнению авторов, скаффолды, созданные посредством этого инновационного метода, минимизируют повреждения окружающих тканей и создают архитектурную поддержку объема окружающих тканей в посттравматический период, что предотвращает разрушение нейронных сетей в зоне образовавшегося дефекта [79, 80]. Параллельно обеспечению механической поддержки и определению направления роста аксонов ведутся работы по стимулированию регенеративных процессов биоактивными соединениями, присутствующими в каналах скаффолдов. Доказано, что синергизм микроокружения с нейротрофическими факторами способствует более эффективным регенеративным процессам в реабилитационном периоде структурной травмы спинного мозга [81]. В качестве таких ростовых факторов применяют стволовые клетки [7, 42, 44, 82-85], факторы роста нервных клеток [86-89] и даже локально доставляемые магнитные наночастицы [90]. Для направленного роста аксонов предложено использовать многоканальные скаффолды из полилактидкогликолида, содержащие шванновские клетки, полученные от новорожденных крысят [76]. Помещение подобных конструкций в рану спинного мозга взрослых крыс приводило к регенерации поврежденных аксонов спустя месяц после имплантации. Позже было показано, что если вместо шванновских клеток в каналы скаффолда помещать мезенхимальные стволовые клетки костного мозга, то у крыс с ТСМ наблюдается аналогичный эффект регенерации поврежденных аксонов [83]. Отдельного внимания при разработке многоканальных биодеградируемых скаффолдов заслуживает вопрос об адекватности выбора диаметра каналов [48, 56]. Известно, что у крыс диаметр аксонов варьирует в диапазоне от 1 до 8 мкм с превалированием поперечного сечения 2-4 мкм [91, 92]. При создании структуры внутренних каналов скаффолда необходимо учитывать тот факт, что в процессе регенерации сначала формируется новая миелиновая оболочка, через которую позднее происходит прорастание аксона [93, 94]. Так, увеличение диаметров каналов альгинатного скаффолда на 50% (с 41 до 64 мкм) стимулировало регенеративную активность аксонов более чем в 2 раза [37]. ЗАКЛЮЧЕНИЕ В данном обзоре изложены основные подходы и особенности моделирования ТСМ у лабораторных крыс, показана возможность применения биодеградируемых многомерных материалов скаффолдов для восстановления функций поврежденного спинного мозга. Однако каждая модель ТСМ должна быть усовершенствована и адаптирована к типу и форме нового исследуемого скаффолда. Соотношение между количественным восстановлением аксонов и поддержанием двигательной функции после травмы зависит от вида модели, материала и формы скаффолда. Обобщенные данные по основным экспериментальным моделям ТСМ у крыс представлены в таблице. Приведенные данные, к сожалению, не отражают весь спектр разработанных на сегодняшний день моделей ТСМ. Их количество постоянно растет. Достоинства и недостатки каждой модели следует рассматривать в контексте ее этиологического и патогенетического соответствия заболеванию человека. Адекватность модели служит определяющим критерием для оценки возможности экстраполирования полученных выводов на клиническую практику. Вопрос о том, в какой степени результаты, полученные на крысиных биомоделях, можно экстраполировать на организм человека, является одновременно и важнейшим, и сложнейшим при экспериментальном моделировании с использованием лабораторных животных [95, 96]. Вопрос об адекватности той или иной экспериментальной биомодели процессам, протекающим в организме человека, продолжает оставаться открытым для большинства животных моделей.

×

Об авторах

A. Н. Минаков

Филиал Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: telegin@bibch.ru
Россия

A. С. Чернов

Филиал Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: telegin@bibch.ru
Россия

Д. С. Асютин

Национальный научно-практический медицинский исследовательский центр нейрохирургии имени академика Н.Н. Бурденко Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: telegin@bibch.ru

Н. A. Коновалов

Национальный научно-практический медицинский исследовательский центр нейрохирургии имени академика Н.Н. Бурденко Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: telegin@bibch.ru
Россия

Г. Б. Телегин

Филиал Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: telegin@bibch.ru
Россия

Список литературы

  1. Friedli L., Rosenzweig E.S., Barraud Q., Schubert M., Dominici N., Awai L., Nielson J.L., Musienko P., Nout-Lomas Y., Zhong H. // Sci. Transl. Med. 2015, V.7, №302, P.134
  2. La Placa M.C., Simon C.M., Prado G.R., Cullen D.K. // Prog. Brain. Res. 2007, V.161, P.13-26
  3. // Information Bulletin No 384, November 2013, WHO. 2013, V.384
  4. Gomes-Osman J., Cortes M., Guest J., Pascual-Leone A. // J. Neurotrauma. 2016, V.33, P.425-438
  5. // J. Spinal Cord Med. 2016, V.39, P.370-371
  6. Abrams G.M., Ganguly K. // Neurol. 2015, V.21, P.188-200
  7. Sakiyama-Elbert S., Johnson P.J., Hodgetts S.I., Plant G.W., Harvey A.R. // Handb. Clin. Neurol. 2012, V.109, P.575-594
  8. Silver J., Schwab M.E., Popovich P.G. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2014, V.7, a020602
  9. Olson L. // Exp. Neurol. 2013, V.248, P.309-315
  10. Ahuja C.S., Fehlings M. // Stem Cells Transl. Med. 2016, V.5, P.914-924
  11. Watzlawick R., Rind J., Sena E.S., Brommer B., Zhang T., Kopp M.A., Dirnagl U., Macleod M.R., Howells D.W., Schwab J.M. // PLoS Biol. 2016, V.14, e1002468
  12. Reier. P.J., Lane M.A., Hall E.D., Teng Y.D., Howland D.R. // Handb. Clin. Neurol. 2012, V.109, P.411-433
  13. Onifer S.M., Nunn C.D., Decker J.A., Payne B.N., Wagoner M.R., Puckett A.H., Massey J.M., Armstrong J., Kaddumi E.G., Fentress K.G. // Exp. Neurol. 2007, V.207, P.238-247
  14. Cheriyan T., Ryan D.J., Weinreb J.H., Cheriyan J., Paul J.C., Lafage V., Kirsch T., Errico T.J. // Spinal Cord. 2014, V.52, №8, P.588-595
  15. Zhang N., Fang M., Chen H., Gou F., Ding M. // Neural. Regen. Res. 2014, V.9, №22, P.2008-2012
  16. Rivlin A.S., Tator C.H. // Surg. Neurol. 1978, V.10, P.38-43
  17. von Euler M., Seiger A., Sundström E. // Exp. Neurol. 1997, V.145, P.502-510
  18. Gruner J.A., Yee A.K., Blight A.R. // Brain Res. 1996, V.729, P.90-101
  19. Basso D.M., Beattie M.S., Bresnahan J.C. // Exp. Neurol. 1996, V.139, P.244-256
  20. Fujiki M., Kobayashi H., Inoue R., Ishii K. // Exp. Neurol. 2004, V.187, P.468-477
  21. Cao Q., Zhang Y.P., Iannotti C., DeVries W.H., Xu X.M., Shields C.B., Whittemore S.R. // Exp. Neurol. 2005, V.191, P.3-16
  22. Pertici V., Trimaille T., Laurin J., Felix M.S., Marqueste T., Pettmann B., Chauvin J.P., Gigmes D., Decherchi P. // Biomaterials. 2014, V.35, №24, P.6248-6258
  23. Mills C.D., Grady J.J., Hulsebosch C.E. // J. Neurotrauma. 2001, V.18, P.1091-1105
  24. Fehlings M.G., Tator C.H. // Exp. Neurol. 1995, V.132, P.220-228
  25. Seddon H. // Brain. 1943, V.66, №4, P.237-288
  26. Sunderland S. // Brain. 1951, V.74, №4, P.491-516
  27. Zhou L., Kambin P., Casey K.F., Bonner F.J., O’Brien E., Shao Z., Ou S. // Neurol. Res. 1995, V.17, №4, P.307-311
  28. Alant J.D., Kemp S.W., Khu K.J., Kumar R., Webb A.A., Midha R. // J. Neurotrauma. 2012, V.29, №8, P.1691-1703
  29. Geuna S., Raimondo S., Ronchi G., Di Scipio F., Tos P., Czaja K., Fornaro M. // Int. Rev. Neurobiol. 2009, V.87, P.27-46
  30. Belkas J.S., Shoichet M.S., Midha R. // Neurol. Res. 2004, V.26, №2, P.151-160
  31. Hilliard M.A. // J. Neurochem. 2009, V.108, №1, P.23-32
  32. Taveggia C., Feltri M.L., Wrabetz L. // Nat. Rev. Neurol. 2010, V.6, №5, P.276-287
  33. Suzuki H., Kanchiku T., Imajo Y., Yoshida Y., Nishida N., Gondo T., Yoshii S., Taguchi T. // Med. Mol. Morphol. 2015, V.48, №4, P.214-224
  34. Lundy-Ekman L. // Neuroscience: Fundamentals for Reh abilitation. 3rd ed. St. Louis, Missouri: Elsevier Saunders, 2007 2007
  35. Campos N.A., Chiles J.H., Plunkett A.R. // Pain Physician. 2009, V.12, №6, P.997-1000
  36. Willenbring S., DeLeo J.A., Coombs D.W. // Anesth. Analg. 1995, V.81, №3, P.549-554
  37. Günther M.I., Weidner N., Müller R., Blesch A. // Acta Biomater. 2015, V.27, P.140-150
  38. Ilfeld B.M., Preciado J., Trescot A.M. // Expert. Rev. Med. Devices. 2016, V.13, №8, P.713-725
  39. Gruber H., Glodny B., Kopf H., Bendix N., Galiano K., Strasak A., Peer S.A. // J. Roentgenol. 2008, V.190, №5, P.1263-1269
  40. Marcol W., Slusarczyk W., Gzik M., Larysz-Brysz M., Bobrowski M., Grynkiewicz-Bylina B., Rosicka P., Kalita K., Węglarz W., Barski J.J. // J. Reconstr. Microsurg. 2012, V.28, №8, P.561-568
  41. Cui Z.S., Zhao P., Jia C.X., Liu H.J., Qi R., Cui J.W., Cui J.H., Peng Q., Lin B., Rao Y.J. // Genet. Mol. Res. 2015, V.14, №3, P.9109-9117
  42. Li Z., Fang Z.Y., Xiong L., Huang X.L. // Indian J. Biochem. Biophys. 2010, V.47, P.359-363
  43. Kjell J., Olson L. // Dis. Model Mech. 2016, V.9, №10, P.125-1137
  44. Liao Y., Zhong D., Kang M., Yao S., Zhang Y., Yu Y. // Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2015, V.29, №8, P.1009-1015
  45. Schrimsher G.W., Reier P.J. // Exp. Neurol. 1993, V.120, P.264-276
  46. Cameron A.A., Smith G.M., Randal D.C., Brown D.R., Rabchevsky A.G. // J. Neurosci. 2006, V.26, P.2923-2932
  47. Gao M., Lu P., Bednark B., Lynam D., Conner J.M., Sakamoto J., Tuszynski M.H. // Biomaterials. 2013, V.34, P.1529-1536
  48. Gros T., Sakamoto J.S., Blesch A., Havton L.A., Tuszynski M.H. // Biomaterials. 2010, V.31, P.6719-6729
  49. Huang Y.C., Huang Y.Y. // Artif. Organs. 2006, V.30, P.514-522
  50. Patist C.M., Mulder M.B., Gautier S.E., Maquet V., Jérôme R., Oudega M. // Biomaterials. 2004, V.25, P.1569-1582
  51. Spilker M.H., Yannas I.V., Kostyk S.K., Norregaard T.V., Hsu H.P., Spector M. // Restor. Neurol. Neurosci. 2001, V.18, P.23-28
  52. Taylor S.J., Sakiyama-Elbert S.E. // J. Control. Release. 2006, V.116, P.204-210
  53. King V., Phillips J., Hunt-Grubbe H., Brown R., Priestley J. // Biomaterials. 2006, V.27, P.485-496
  54. King V.R., Alovskaya A., Wei D.Y., Brown R.A., Priestley J.V. // Biomaterials. 2010, V.31, P.4447-4456
  55. Mothe A.J., Tam R.Y., Zahir T., Tator C.H., Shoichet M.S. // Biomaterials. 2013, V.34, P.3775-3783
  56. Stokols S., Tuszynski M.H. // Biomaterials. 2006, V.27, P.443-451
  57. Wei Y., He Y., Xu C., Wang Y., Liu B., Wang X., Sun X.D., Cui F.Z., Xu Q.Y. // J. Biomed. Mater. Res. B. Appl. Biomater. 2010, V.95, P.110-117
  58. Kwon B.K., Liu J., Messerer C., Kobayashi N.R., McGraw J., Oschipok L., Tetzlaff W. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002, V.99, №5, P.3246-3251
  59. You S.W., Chen B.Y., Liu H.L., Lang B., Xia J.L., Jiao X.Y., Ju G. // Restor. Neurol. Neurosci. 2003, V.21, №1-2, P.39-45
  60. Li L.S., Yu H., Raynald R., Wang X.D., Dai G.H., Cheng H.B., Liu X.B., An Y.H. // Peer. J. 2017, V.5, e2865
  61. Cloud B.A., Ball B.G., Chen B.K., Knight A.M., Hakim J.S., Ortiz A.M., Windebank A.J. // J. Neurosci. Meth. 2012, V.211, P.179-184
  62. Heimburger R.F. // Spinal Cord. 2005, V.43, P.438-440
  63. Lukovic D., Moreno-Manzano V., Lopez-Mocholi E., Javier Rodriguez-Jiménez F., Jendelova P., Sykova E., Oria M., Stojkovic M., Erceg S. // Sci. Repts. 2015, V.5, №9640
  64. Cho S., Kim Y.R., Kang H., Yim S.H., Park C., Min Y.H., Lee B.H., Shin J.C., Lim J.B. // Cell Transplant. 2009, V.18, P.1359-1368
  65. Novikova L.N., Pettersson J., Brohlin M., Wiberg M. // Biomaterials. 2008, V.29, P.1198-1206
  66. Dunham K.A., Siriphorn A., Chompoopong S., Floyd C.L. // J. Neurotrauma. 2010, V.27, P.2091-2106
  67. Zhao Z., Alam S., Oppenheim R.W., Prevette D.M. // Exp. Neurol. 2004, V.190, P.356-372
  68. Straley K.S., Foo C.W., Heilshorn S.C. // J. Neurotrauma. 2010, V.27, №1, P.1-19
  69. Yara T., Kato Y., Kataoka H., Kanchiku T., Suzuki H., Gondo T., Yoshii S., Taguchi T. // Med. Mol. Morphol. 2009, V.42, P.150-154
  70. Yoshii S., Oka M., Shima M., Akagi M., Taniguchi A. // Spine. 2003, V.28, P.2346-2351
  71. Yoshii S., Oka M., Shima M., Taniguchi A., Taki Y., Akagi M. // J. Biomed. Mater. Res. 2004, V.70, P.569-575
  72. Guo S.Z., Ren X.J., Wu B., Jiang T. // Spinal Cord. 2010, V.48, P.576-581
  73. Geller M., Fawcett J.W. // Exp. Neurol. 2002, V.174, P.125-136
  74. Jain A., Kim Y.T., McKeon R.J., Bellamkonda R.V. // Biomaterials. 2006, V.27, P.497-504
  75. Hurtado A., Moon L.D., Maquet V., Blits B., Jérôme R., Oudega M. // Biomaterials. 2006, V.27, P.430-442
  76. Moore M.J., Friedman J.A., Lewellyn E.B., Mantila S.M., Krych A.J., Ameenuddin S., Knight A.M., Lu L., Currier B.L., Spinner R.J., Marsh R.W., Windebank A.J., Yaszemski M.J. // Biomaterials. 2006, V.27, P.419-429
  77. Novikova L.N., Novikov L.N., Kellerth J.O. // Curr. Opin. Neurol. 2003, V.16, P.711-715
  78. Tsai E.C., Dalton P.D., Shoichet M.S., Tator C.H. // Biomaterials. 2006, V.27, P.519-533
  79. Balyabin A.V., Tikhobrazova O.P., Muravyeva M.S., Klyuev E.A., Ponyatovskaya A.V., Shirokova O.M., Bardakova K.N., Minaev N.V., Koroleva A.V., Mitaeva Y.I. // Neurosci. Res. 2016, V.8, №4, P.198-211
  80. Timashev P.S., Vedunova M.V., Guseva D., Ponimaskin E., Deiwick A., Mishchenko T.A., Mitroshina E.V., Koroleva A.V., Pimashkin A.S., PanchenkoV.Ya. I.O. // Biomed. Phys. Eng. Express. 2016, V.2, №3, P.035001
  81. Jerani T.S., Pettikiriarachchi C., Parish L., Shoichet M.S., Forsythe J.S., Nisbet D.R. // Aust. J. Chem. 2010, V.63, P.1143-1154
  82. Ragnarsson K.T. // Spinal Cord. 2008, V.46, P.255-274
  83. Yang E.Z., Zhang G.W., Xu J.G., Chen S., Wang H., Cao L.L., Liang B., Lian X.F. // Acta Pharmacol. Sinica. 2017, V.38, P.623-637
  84. Wang N., Xiao Z., Zhao Y., Wang B., Li X., Li J., Dai J. // J. Tissue. Eng. Regen. Med. 2017, 10.1002/term.2450.
  85. Zhao Y., Xiao Z., Chen B., Dai J. // Organogenesis. 2017, V.10, P.1-8
  86. Shi Q., Gao W., Han X., Zhu X.S., Sun J., Xie F., Hou X.L., Yang H.L., Dai J.W., Chen L. // Stem Cells Reg Med. China. 2014, V.57, №2, P.232-240
  87. Jiao G., Pan Y., Wang C., Li Z., Li Z., Guo R. // Mater. Sci. Eng. C. Mater. Biol. V.76, PtAppl. 2017a, P.81-87
  88. Jiao G., Lou G., Mo Y., Pan Y., Zhang Z., Guo R., Li Z. // Mater. Sci. Eng. C. Mater. Biol. V.74, PtAppl. 2017b, P.230-237
  89. Xu Z.X., Zhang L.Q., Wang C.S., Chen R.S., Li G.S., Guo Y., Xu W.H. // Curr. Neurovasc. Res. 2017, 10.2174/15672 02614666170718093508.
  90. Zhang C., Morozova A.Y., Abakumov M.A., Gubsky I.L., Douglas P., Feng S., Bryukhovetskiy A.S., Chekhonin V.P. // Med. Sci. Monit. 2015, V.21, P.3179-3185
  91. Kato N., Nemoto K., Nakanishi K., Morishita R., Kaneda Y., Uenoyama M., Ikeda T., Fujikawa K. // Diabetes. 2005, V.54, №3, P.846-854
  92. Boehmerle W., Huehnchen P., Peruzzaro S., Balkaya M., Endres M. // Sci. Rep. 2014, V.18, №4, P.63-70
  93. Abdullah M., O′Daly A., Vyas A., Rohde C., Brushart T.M. // Exp. Neurol. 2013, V.249, P.1-7
  94. Muheremu A., Wang Y., Peng J. // Can. J. Neurol. Sci. 2013, V.40, P.292-298
  95. Roep B.O., Atkinson M. // Diabetologia. 2004, V.47, №10, P.1650-1656
  96. Mestas J., Hughes C.C. // J. Immunol. 2004, V.172, №5, P.2731-2738

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML

© Минаков A.Н., Чернов A.С., Асютин Д.С., Коновалов Н.A., Телегин Г.Б., 2018

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах