Acta NaturaeActa NaturaeActa Naturae2075-8251Acta Naturae Ltd2655110.32607/actanaturae.26551ReviewsОбзорыReview ArticleSoft X-ray Microscopy in Cell Biology: Current Status, Contributions and ProspectsМикроскопия мягкого рентгеновского диапазона в клеточной биологии: современное состояние, вклад и перспективыGolyshevS. A.ГолышевС. А.
Russian Federation
sergei.golyshev@belozersky.msu.ruKazakovE. P.КазаковЕ. П.
Russian Federation
zhenya_kazakov_98@mail.ruKireevI. I.КиреевИ. И.
Russian Federation
kireev@genebee.msu.ruReunovD. G.РеуновД. Г.
Russian Federation
reunov_dima@ipmras.ruMalyshevI. V.МалышевИ. В.
Russian Federation
ilya-malyshev@ipmras.ruBelozersky Institute of Physico-Chemical Biology, Lomonosov Moscow State UniversityНаучно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. ЛомоносоваInstitute of Physics of Microstructures RASИнститут физики микроструктур РАН1812202315432433009202323112023Copyright ©; 2024, Golyshev S.A., Kazakov E.P., Kireev I.I., Reunov D.G., Malyshev I.V.Copyright ©; 2024, Голышев С.А., Казаков Е.П., Киреев И.И., Реунов Д.Г., Малышев И.В.2024Golyshev S.A., Kazakov E.P., Kireev I.I., Reunov D.G., Malyshev I.V.Голышев С.А., Казаков Е.П., Киреев И.И., Реунов Д.Г., Малышев И.В.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://actanaturae.ru/2075-8251/article/view/26551

The recent advances achieved in microscopy technology have led to a significant breakthrough in biological research. Super-resolution fluorescent microscopy now allows us to visualize subcellular structures down to the pin-pointing of the single molecules in them, while modern electron microscopy has opened new possibilities in the study of protein complexes in their native, intracellular environment at near-atomic resolution. Nonetheless, both fluorescent and electron microscopy have remained beset by their principal shortcomings: the reliance on labeling procedures and severe sample volume limitations, respectively. Soft X-ray microscopy is a candidate method that can compensate for the shortcomings of both technologies by making possible observation of the entirety of the cellular interior without chemical fixation and labeling with an isotropic resolution of 40–70 nm. This will thus bridge the resolution gap between light and electron microscopy (although this gap is being narrowed, it still exists) and resolve the issue of compatibility with the former, and possibly in the near future, the latter methods. This review aims to assess the current state of soft X-ray microscopy and its impact on our understanding of the subcellular organization. It also attempts to look into the future of X-ray microscopy, particularly as relates to its seamless integration into the cell biology toolkit.

Развитие микроскопии обеспечило серьезный прорыв в биологических исследованиях на рубеже 20–21 вв. Световая флуоресцентная микроскопия с суперразрешением позволила визуализировать субклеточные структуры вплоть до локализации в них отдельных молекул и их взаимного расположения на масштабах десятков нанометров, а современная электронная микроскопия дала возможность изучать строение белковых комплексов с разрешением, приближающимся к атомному, в их нативном внутриклеточном окружении. Однако и флуоресцентная, и электронная микроскопия не преодолели своих естественных ограничений – зависимости от меток и жестких требований к объему образца соответственно. На роль метода, компенсирующего эти ограничения, претендует микроскопия в мягком рентгеновском диапазоне. Этот метод позволяет наблюдать всю совокупность субклеточных структур в состоянии, близком к нативному, без химической фиксации и применения меток, с изотропным разрешением порядка 40–70 нм, перекрывая пусть и сокращающийся, но все еще существующий зазор в разрешающей способности между световой и электронной микроскопией, при этом сочетаясь с первой и, потенциально, со второй. Настоящий обзор ставит своей целью рассмотреть вклад и вычленить принципиально новые возможности, которые уже дала биологическая микроскопия в мягком рентгеновском диапазоне, проанализировать особенности этого метода и оценить потенциальные направления его дальнейшего развития применительно к клеточно-биологическим исследованиям.

X-ray microscopycell biologysoft X-raywater windowcryotomographyрентгеновская микроскопияклеточная биологиямягкое рентгеновское излучениеокно прозрачности водыкриотомографияРоссийский Научный ФондRussia Science Foundation22-62-00068Schermelleh L., Ferrand A., Huser T., Eggeling C., Sauer M., Biehlmaier O., Drummen G.P.C. // Nat. Cell Biol. 2019. V. 21. № 1. P. 72–84.Wu Y., Shroff H. // Histochem. Cell. Biol. 2022. V. 158. № 4. P. 301–323.Saibil H.R. // Mol. Cell. 2022. V. 82. № 2. P. 274–284.Murphy D., Davidson M. Fundamentals of Light Microscopy and Electronic Imaging. Wiley‐Blackwell, 2013. 538 p.Knott G., Genoud C. // J. Cell Sci. 2013. V. 15. № 126(Pt 20). P. 4545–4552.Osumi M. // J. Electron. Microsc. (Tokyo). 2012. V. 61. № 6. P. 343–365.Peddie C.J., Genoud C., Kreshuk A., Meechan K., Micheva K.D., Narayan K., Pape C., Parton R.G., Schieber N.L., Schwab Y., et al. // Nat. Rev. Meth. Primers. 2022. V. 2. P. 51.Wagner J., Schaffer M., Fernández-Busnadiego R. // FEBS Lett. 2017. V. 591. № 17. P. 2520–2533.Müller W.G., Heymann J.B., Nagashima K., Guttmann P., Werner S., Rehbein S., Schneider G., McNally J.G. // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. № 2. P. 179–192.Le Gros M.A., McDermott G., Cinquin B.P., Smith E.A., Do M., Chao W.L., Naulleau P.P., Larabell C.A. // J. Synchrotron Radiat. 2014. V. 21. № 6. P. 1370–1377.Groen J., Conesa J.J., Valcárcel R., Pereiro E. // Biophys. Rev. 2019. V. 11. № 4. P. 611–619.Cossa A., Wien F., Turbant F., Kaczorowski T., Węgrzyn G., Arluison V., Pérez-Berná A.J., Trépout S., Pereiro E. // Methods Mol. Biol. 2022. V. 2538. P. 319–333.Carzaniga R., Domart M.C., Collinson L.M., Duke E. // Protoplasma. 2014. V. 251. № 2. P. 449–458.Loconte V., Chen J.H., Vanslembrouck B., Ekman A.A., McDermott G., Le Gros M.A., Larabell C.A. // FASEB J. 2023. V. 37. № 1. P. e22681.Weinhardt V., Chen J.H., Ekman A.A., Guo J., Remesh S.G., Hammel M., McDermott G., Chao W., Oh S., Le Gros M.A., Larabell C.A. // PLoS One. 2020. V. 15. № 1. P. e0227601.Liu J., Li F., Chen L., Guan Y., Tian L., Xiong Y., Liu G., Tian Y. // J. Microsc. 2018. V. 270. № 1. P. 64–70.Reinhard J., Kaleta S., Abel1 J.J., Wiesner F., Wünsche M., Seemann E., Westermann M., Weber T., Nathanael J., Iliou A., et al. // https://doi.org/10.48550/arXiv.2304.14413.Reinhard J., Kaleta S., Abel1 J.J., Wiesner F., Wünsche M., Seemann E., Westermann M., Weber T., Nathanael J., Iliou A., et al. // arXiv. 2304. 14413v1Studer D., Humbel B.M., Chiquet M. // Histochem. Cell. Biol. 2008. V. 130. № 5. P. 877–889.Chen J.H., Vanslembrouck B., Loconte V., Ekman A., Cortese M., Bartenschlager R., McDermott G., Larabell C.A., Le Gros M.A., Weinhardt V. // STAR Protoc. 2022. V. 3. № 1. P. 101176.Duke E.M., Razi M., Weston A., Guttmann P., Werner S., Henzler K., Schneider G., Tooze S.A., Collinson L.M. // Ultramicroscopy. 2014. V. 143. № 100. P. 77–87.Guzzi F., Gianoncelli A., Billè F., Carrato S., Kourousias G. // Life (Basel). 2023. V. 13. № 3. P. 629.Nahas K.L., Fernandes J.F., Vyas N., Crump C., Graham S., Harkiolaki M. // Biol. Imaging. 2022. V. 2. P. e3.Dyhr M.C.A., Sadeghi M., Moynova R., Knappe C., Kepsutlu Çakmak B., Werner S., Schneider G., McNally J., Noé F., Ewers H. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2023. V. 120. № 24. P. e2209938120.Lühl L., Andrianov K., Dierks H., Haidl A., Dehlinger A., Heine M., Heeren J., Nisius T., Wilhein T., Kanngießer B. // J. Synchrotron Radiat. 2019. V. 26. № 2. P. 430–438.Shinohara K., Toné S., Ejima T., Ohigashi T., Ito A. // Cells. 2019. V. 8. № 2. P. 164.Larabell C.A., Nugent K.A. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2010. V. 20. № 5. P. 623–631.Chiappi M., Conesa J.J., Pereiro E., Sorzano C.O., Rodríguez M.J., Henzler K., Schneider G., Chichón F.J., Carrascosa J.L. // J. Nanobiotechnol. 2016. V. 14. P. 15.Smith E.A., McDermott G., Do M., Leung K., Panning B., Le Gros M.A., Larabell C.A. // Biophys. J. 2014. V. 107. № 8. P. 1988–1996.Niclis J.C., Murphy S.V., Parkinson D.Y., Zedan A., Sathananthan A.H., Cram D.S., Heraud P. // J. R. Soc. Interface. 2015. V. 12. № 108. P. 20150252.Pérez-Berná A.J., Rodríguez M.J., Chichón F.J., Friesland M.F., Sorrentino A., Carrascosa J.L., Pereiro E., Gastaminza P. // ACS Nano. 2016. V. 10. № 7. P. 6597–6611.Fahy К., Weinhardt V., Vihinen-Ranta M., Fletcher N., Skoko D., Pereiro E., Gastaminza P., Bartenschlager R., Scholz D., Ekman A., et al. // J. Phys. Photonics. 2021. V. 3. P. 031002.Carlson D.B., Gelb J., Palshin V., Evans J.E. // Microsc. Microanal. 2013. V. 19. № 1. P. 22–29.Chen H.Y., Chiang D.M., Lin Z.J., Hsieh C.C., Yin G.C., Weng I.C., Guttmann P., Werner S., Henzler K., Schneider G., et al. // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 34879.White K.L., Singla J., Loconte V., Chen J.H., Ekman A., Sun L., Zhang X., Francis J.P., Li A., Lin W., et al. // Sci. Adv. 2020. V. 6. № 50. P. eabc8262.Gil S., Solano E., Martínez-Trucharte F., Martínez-Esaín J., Pérez-Berná A.J., Conesa J.J., Kamma-Lorger C., Alsina M., Sabés M. // PLoS One. 2020. V. 15. № 3. P. e0230022.Bolitho E.M., Sanchez-Cano C., Huang H., Hands-Portman I., Spink M., Quinn P.D., Harkiolaki M., Sadler P.J. // J. Biol. Inorg. Chem. 2020. V. 25. № 2. P. 295–303.Loconte V., Chen J.H., Cortese M., Ekman A., Le Gros M.A., Larabell C., Bartenschlager R., Weinhardt V. // Cell. Rep. Methods. 2021. V. 1. № 7. P. 100117.Scrimieri R., Locatelli L., Cazzaniga A., Cazzola R., Malucelli E., Sorrentino A., Iotti S., Maier J.A. // Sci. Rep. 2023. V. 13. № 1. P. 15133.Elgass K.D., Smith E.A., LeGros M.A., Larabell C.A., Ryan M.T. // J. Cell Sci. 2015. V. 128. № 15. P. 2795–2804.Kepsutlu B., Wycisk V., Achazi K., Kapishnikov S., Pérez-Berná A.J., Guttmann P., Cossmer A., Pereiro E., Ewers H., Ballauff M., et al. // ACS Nano. 2020. V. 14. № 2. P. 2248–2264.Dang Z., Tao X.Y., Guan Y., Wu Z., Xiong Y., Liu G., Tian Y., Tian L.J. // ACS Nano. 2023. V. 17. № 10. P. 9069–9081.Egger D., Wölk B., Gosert R., Bianchi L., Blum H.E., Moradpour D., Bienz K. // J. Virol. 2002. V. 76. № 12. P. 5974–5984.Asselah T., Bièche I., Mansouri A., Laurendeau I., Cazals-Hatem D., Feldmann G., Bedossa P., Paradis V., Martinot-Peignoux M., Lebrec D., et al. // J. Pathol. 2010. V. 221. № 3. P. 264–274.Jamme F., Cinquin B., Gohon Y., Pereiro E., Réfrégiers M., Froissard M. // J. Synchrotron Radiat. 2020. V. 27. № 3. P. 772–778.Teramoto T., Azai C., Terauchi K., Yoshimura M., Ohta T. // Plant Physiol. 2018. V. 177. № 1. P. 52–61.Sviben S., Gal A., Hood M.A., Bertinetti L., Politi Y., Bennet M., Krishnamoorthy P., Schertel A., Wirth R., Sorrentino A., Pereiro E., Faivre D., Scheffel A. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 11228.Kahil K., Varsano N., Sorrentino A., Pereiro E., Rez P., Weiner S., Addadi L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020. V. 117. № 9. P. 30957–30965.Bonany M., Pérez-Berná A.J., Dučić T., Pereiro E., Martin-Gómez H., Mas-Moruno C., van Rijt S., Zhao Z., Espanol M., Ginebra M.P. // Biomater. Adv. 2022. V. 142. P. 213148.Chichón F.J., Rodríguez M.J., Pereiro E., Chiappi M., Perdiguero B., Guttmann P., Werner S., Rehbein S., Schneider G., Esteban M., et al. // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. № 2. P. 202–211.Kördel M., Svenda M., Reddy H.K.N., Fogelqvist E., Arsana K.G.Y., Hamawandi B., Toprak M.S., Hertz H.M., Sellberg J.A. // Sci. Rep. 2021. V. 11. № 1. P. 5025.Phillips P., Parkhurst J.M., Kounatidis I., Okolo C., Fish T.M., Naismith J.H., Walsh M.A., Harkiolaki M., Dumoux M. // Life (Basel). 2021. V. 11. № 8. P. 842.Hale V.L., Watermeyer J.M., Hackett F., Vizcay-Barrena G., van Ooij C., Thomas J.A., Spink M.C., Harkiolaki M., Duke E., Fleck R.A., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017. V. 114. № 13. P. 3439–3444.Lobato-Márquez D., Conesa J.J., López-Jiménez A.T., Divine M.E., Pruneda J.N., Mostowy S. // J. Cell Sci. 2023. V. 136. № 7. P. jcs261139.Weirich C.S., Erzberger J.P., Barral Y. // Nat. Rev. Mol. Сell Вiol. 2008. V. 9. № 6. P. 478–489.Turk-Kubo K.A., Loconte V., Vanslembrouck B., Mak W.K.E., Ekman A., Chen J.H., Takano Y., Horiguchi T., Nishimura T., Adachi M., et al. // Microsc. Microanal. 2023. V. 29. № 29 Suppl. 1. P. 1165.Le Gros M.A., Clowney E.J., Magklara A., Yen A., Markenscoff-Papadimitriou E., Colquitt B., Myllys M., Kellis M., Lomvardas S., Larabell C.A. // Cell Rep. 2016. V. 17. № 8. P. 2125–2136.Bian Q., Belmont A.S. // Curr. Opin. Cell Biol. 2012. V. 24. № 3. P. 359–366.Polishchuk E.V., Polishchuk R.S., Luini A. // Methods Mol. Biol. 2013. V. 931. P. 413–422.Hampton C.M., Strauss J.D., Ke Z., Dillard R.S., Hammonds J.E., Alonas E., Desai T.M., Marin M., Storms R.E., Leon F., et al. // Nat. Protoc. 2017. V. 12. № 1. P. 150–167.Berger C., Premaraj N., Ravelli R.B.G., Knoops K., López-Iglesias C., Peters P.J. // Nat. Methods. 2023. V. 20. № 4. P. 499–511.Schneider G., Guttmann P., Rehbein S., Werner S., Follath R. // J. Struct. Biol. 2012. V. 177. № 2. P. 212–223.Schermelleh L., Heintzmann R., Leonhardt H. // J. Cell Biol. 2010. V. 190. № 2. P. 165–175.Varsano N., Dadosh T., Kapishnikov S., Pereiro E., Shimoni E., Jin X., Kruth H.S., Leiserowitz L., Addadi L. // J. Am. Chem. Soc. 2016. V. 138. № 45. P. 14931–14940.Varsano N., Beghi F., Elad N., Pereiro E., Dadosh T., Pinkas I., Perez-Berna A.J., Jin X., Kruth H.S., Leiserowitz L., Addadi L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. V. 115. № 30. P. 7662–7669.Faoro R., Bassu M., Mejia Y.X., Stephan T., Dudani N., Boeker C., Jakobs S., Burg T.P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. V. 115. № 6. P. 1204–1209.Kounatidis I., Stanifer M.L., Phillips M.A., Paul-Gilloteaux P., Heiligenstein X., Wang H., Okolo C.A., Fish T.M., Spink M.C., Stuart D.I., et al. // Cell. 2020. V. 182. № 2. P. 515–530.e17.Phillips M.A., Harkiolaki M., Susano Pinto D.M., Parton R.M., Palanca A., Garcia-Moreno M., Kounatidis I., Sedat J.W., Stuart D.I., Castello A., et al. // Optica. 2020. V. 7. № 7. P. 802–812.Koronfel M., Kounatidis I., Mwangangi D.M., Vyas N., Okolo C., Jadhav A., Fish T., Chotchuang P., Schulte A., Robinson R.C., et al. // Acta Crystallogr. D Struct. Biol. 2021. V. 77. № 12. P. 1479–1485.Malyshev I.V., Reunov D.G., Chkhalo N.I., Toropov M.N., Pestov A.E., Polkovnikov V.N., Tsybin N.N., Lopatin A.Y., Chernyshev A.K., Mikhailenko M.S., et al. // Opt. Express. 2022. V. 30. № 26. P. 47567–47586.Chkhalo N.I., Malyshev I.V., Pestov A.E., Polkovnikov V.N., Salashchenko N.N., Toropov M.N. // Phys. Usp. 2020. V. 190. № 1. P. 74–91.Чхало Н.И., Малышев И.В., Пестов А.Е., Полковников В.Н., Салащенко Н.Н., Топоров М.Н. // Успехи физ. наук. 2020. Т. 190. № 1. С. 74–91.Malyshev I.V., Pestov A.E., Polkovnikov V.N., Reunov D.G., Toropov M.N., Chkhalo N.I., Rakshun Ya.V. Khomiakov Yu.V., Chernov V.A., Shchelokov I.A. // J. Surface Investigation, X-ray, Synchrotron and neutron tech. 2023. V. 5. P. 3–15.Малышев И.В., Пестов А.Е., Полковников В.Н., Реунов Д.Г., Торопов М.Н., Чхало Н.И., Ракшун Я.В., Хомяков Ю.В., Чернов В.А., Щелоков И.А. // Поверхность. Рентг. синхр. и нейтр. исследования. 2023. Т. 5. С. 3–15.Shaw P. // Histochem. J. 1994. V. 26. № 9. P. 687–694.Malyshev I.V., Chkhalo N.I. // Ultramicroscopy. 2019. V. 202. P. 76–86.Gureyev T.E., Quiney H.M., Allen L.J. // J. Opt. Soc. Am. A Opt. Image Sci. Vis. 2022. V. 39. № 5. P. 936–947.Kong H., Zhang J., Li J., Wang J., Shin H.J., Tai R., Yan Q., Xia K., Hu J., Wang L., et al. // Natl. Sci. Rev. 2020. V. 7. № 7. P. 1218–1227.Ou H.D., Phan S., Deerinck T.J., Thor A., Ellisman M.H., O’Shea C.C. // Science. 2017. V. 357. № 6349. P. eaag0025.Fogelqvist E., Kördel M., Carannante V., Önfelt B., Hertz H.M. // Sci. Rep. 2017. V. 7. № 1. P. 13433.