Acta NaturaeActa NaturaeActa Naturae2075-8251Acta Naturae Ltd1182010.32607/actanaturae.11820ReviewsОбзорыReview ArticleFlow-Seq Method: Features and Application in Bacterial Translation StudiesFlow-seq-метод: особенности и применение в изучении бактериальной трансляцииhttps://orcid.org/0000-0002-6285-639557192061746R-4514-2016KomarovaEkaterina S.КомароваЕкатерина Сергеевна
Russian Federation

Junior Researcher

младший научный сотрудник, Институт функциональной геномики

ekaandreyanova@yandex.ru7004105777T-6072-2019DontsovaOlga A.ДонцоваОльга Анатольевна
Russian Federation
olga.a.dontsova@gmail.comPyshnyiDmitry V.ПышныйДмитрий Владимирович
Russian Federation
pyshnyi@niboch.nsc.ruhttps://orcid.org/0000-0003-2777-08336603484146B-6669-2013KabilovMarsel R.КабиловМарсель Расимович
Russian Federation
kabilov@niboch.nsc.ru7004499861D-7493-2012SergievPetr V.СергиевПётр Владимирович
Russian Federation
petya@genebee.msu.ruInstitute of Functional Genomics, Lomonosov Moscow State UniversityМосковский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Институт функциональной геномикиDepartment of Chemistry, Lomonosov Moscow State UniversityМосковский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультетSkolkovo Institute of Science and TechnologyСколковский институт науки и технологии, Центр наук о жизниBelozersky Institute of Physico-Chemical Biology, Lomonosov Moscow State UniversityМосковский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. БелозерскогоShemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of SciencesИнститут биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАНInstitute of Chemical Biology and Fundamental Medicine, Siberian Branch of the Russian Academy of SciencesИнститут химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, Центр коллективного пользования «Геномика»2612202214420370410202211112022Copyright ©; 2023, Komarova E.S., Dontsova O.A., Pyshnyi D.V., Kabilov M.R., Sergiev P.V.Copyright ©; 2023, Комарова Е.С., Донцова О.А., Пышный Д.В., Кабилов М.Р., Сергиев П.В.2023Komarova E.S., Dontsova O.A., Pyshnyi D.V., Kabilov M.R., Sergiev P.V.Комарова Е.С., Донцова О.А., Пышный Д.В., Кабилов М.Р., Сергиев П.В.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://actanaturae.ru/2075-8251/article/view/11820

The Flow-seq method is based on using reporter construct libraries, where a certain element regulating the gene expression of fluorescent reporter proteins is represented in many thousands of variants. Reporter construct libraries are introduced into cells, sorted according to their fluorescence level, and then subjected to next-generation sequencing. Therefore, it turns out to be possible to identify patterns that determine the expression efficiency, based on tens and hundreds of thousands of reporter constructs in one experiment. This method has become common in evaluating the efficiency of protein synthesis simultaneously by multiple mRNA variants. However, its potential is not confined to this area. In the presented review, a comparative analysis of the Flow-seq method and other alternative approaches used for translation efficiency evaluation of mRNA was carried out; the features of its application and the results obtained by Flow-seq were also considered.

Метод Flow-seq основан на использовании библиотек репортерных конструкций, где определенный элемент, регулирующий экспрессию генов флуоресцентных репортерных белков, представлен во многих тысячах вариантов. Библиотеки репортерных конструкций внедряют в клетки, сортируют по уровню флуоресценции, а затем проводят их высокопроизводительное секвенирование. Таким образом, появляется возможность в одном эксперименте на десятках и сотнях тысяч репортерных конструкций выявлять закономерности, определяющие эффективность экспрессии. Этот метод нашел активное применение в оценке эффективности биосинтеза белка множеством вариантов мРНК одновременно. Однако этим возможности метода Flow-seq не исчерпываются. В представленном обзоре проведен сравнительный анализ метода Flow-seq и других методов, используемых для оценки эффективности трансляции мРНК, а также рассмотрены особенности применения и результаты, получаемые с помощью Flow-seq.

Flow-seqNGShigh-throughput sequencingflow cytometrytranslationbacteriaFlow-seqNGSвысокопроизводительное секвенированиепроточная цитометриятрансляциябактерииРФФИRussian Foundation for Basic Research17-00-00369РФФИRussian Foundation for Basic Research17-00-00366РФФИRussian Foundation for Basic Research17-00-00367Saier M.H. Jr. // J. Bacteriol. 2019. V. 201. № 15. P. e00091–e119.Evfratov S.A., Osterman I.A., Komarova E.S., Pogorelskaya A.M., Rubtsova M.P., Zatsepin T.S., Semashko T.A., Kostryukova E.S., Mironov A.A., Burnaev E., et al. // Nucl. Acids Res. 2017. V. 45. № 6. P. 3487–3502.Brenneis M., Soppa J. // PLoS Оne. 2009. V. 4. № 2. P. e4484.Shine J., Dalgarno L. // Nature. 1975. V. 254. P. 34–38.Shine J., Dalgarno L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1974. V. 71. № 4. P. 1342–1346.Kozak M. // Gene. 2005. V. 361. P. 13–37.Shultzaberger R.K., Bucheimer R.E., Rudd K.E., Schneider T.D. // J. Mol. Biol. 2001. V. 313. № 1. P. 215–228.Rudd K.E. // Nucl. Acids Res. 2000. V. 28. № 1. P. 60–64.Ma J., Campbell A., Karlin S. // J. Bacteriol. 2002. V. 184. P. 5733–5745.Gardner P.P., Eldai H. // Nucl. Acids Res. 2015. V. 43. № 2. P. 691–698.Schluenzen F., Tocilj A., Zarivach R., Harms J., Gluehmann M., Janell D., Bashan A., Bartels H., Agmon I., Franceschi F., et al. // Cell. 2000. V. 102. P. 615–623.Kaminishi T., Wilson D.N., Takemoto C., Harms J.M., Kawazoe M., Schluenzen F., Hanawa-Suetsugu K., Shirouzu M., Fucini P., Yokoyama S. // Structure. 2007. V. 15. P. 289–297.Arenz S., Wilson D.N. // Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2016. V. 6. № 9. P. a025361.Wegmann U., Horn N., Carding S.R. // Appl. Environ. Microbiol. 2013. V. 79. № 6. P. 1980–1989.Nakagawaa S., Niimurab Y., Miurac K.-i., Gojobori T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 14. P. 6382–6387.Vimberg V., Tats A., Remm M., Tenson T. // BMC Mol. Biol. 2007. V. 8. P. 100.Osterman I.A., Evfratov S.A., Sergiev P.V., Dontsova O.A. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. P. 474–486.Chen H., Bjerknes M., Kumar R., Jay E. // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. P. 4953–4957.Gu W., Zhou T., Wilke C.O. // PLoS Comput. Biol. 2010. V. 6. P. e1000664.Gingold H., Pilpel Y. // Mol. Systems Biol. 2011. V. 7. P. 481.de Smit M.H, van Duin J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 7668–7672.Sean M.S., Simpson J. // Mol. Cell. 2006. V. 22. P. 105–115.Ban N., Beckmann R., Cate J.H., Dinman J.D., Dragon F., Ellis S.R., Lafontaine D.L., Lindahl L., Liljas A., Lipton J.M., et al. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2014. V. 24. P. 165–169.Laursen B.S., Sorensen H.P., Mortensen K.K., Sperling-Petersen H.U. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005. V. 69. P. 101–123.Lauber M.A., Rappsilber J., Reilly J.P. // Mol. Cell. Proteomics. 2012. V. 11. P. 1965–1976.Stenström C.M., Isaksson L.A. // Gene. 2002. V. 288. P. 1–8.Gonzalez de Valdivia E.I., Isaksson L.A. // Nucl. Acids Res. 2004. V. 32. № 17. P. 5198–5205.Osterman I.A., Chervontseva Z.S., Evfratov S.A., Sorokina A.V., Rodin V.A., Rubtsova M.P., Komarova E.S., Zatsepin T.S., Kabilov M.R., Bogdanov A.A., et al. // Nucl. Acids Res. 2020. V. 48. P. 6931–6942.Park Y.S., Seo S.W., Hwang S., Chu H.S., Ahn J.-H., Kim T.-W., Kim D.-M., Jung G.Y. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 356. № 1. P. 136–141.Barendt P.A., Shah N.A., Barendt G.A., Sarkar C.A. // PLoS Genet. 2012. V. 8. P. e1002598.Barendt P.A., Shah N.A., Barendt G.A., Kothari P.A., Sarkar C.A. // ACS Chem. Biol. 2013. V. 8. № 5. P. 958–966.Salis H.M., Mirsky E.A., Voigt C.A. // Nat. Biotechnol. 2009. V. 27. № 10. P. 946–950.Salis H.M. // Meth. Enzymol. 2011. V. 498. P. 19–42.Borujeni A.E., Channarasappa A.S., Salis H.M. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 4. P. 2646–2659.Hofacker I.L. // Nucl. Acids Res. 2003. V. 31. № 13. P. 3429–3431.Farasat I., Kushwaha M., Collens J., Easterbrook M., Guido M., Salis H.M. // Mol. Syst. Biol. 2014. V. 10. P. 731.Nakeff A., Valeriote F., Gray J.W., Grabske R.J. // Blood.1979. V. 53. № 4. P. 732–745.Nakeff A., Valeriote F., Gray J.W., Grabske R.J. // Blood. 1979. V. 53. № 4. P. 732–745.Solieri L., Dakal T.C., Giudici P. // Ann. Microbiol. 2012. V. 63. P. 21–37.Komarova E.S., Chervontseva Z.S., Osterman I.A., Evfratov S.A., Rubtsova M.P., Zatsepin T.S., Semashko T.A., Kostryukova E.S., Bogdanov A.A., Gelfand M.S., et al. // Microb. Biotechnol. 2020. V. 13. P. 1254–1261.Kim D., Hong J.S.-J., Qiu Y., Nagarajan H., Seo J.-H., Cho B.K., Tsai S.F., Palsson B.Ø. // PLoS Genet. 2012. V. 8. № 8. P. e1002867.Lesnik E.A., Fogel G.B., Weekes D., Henderson T.J., Levene H.B., Sampath R., Ecker D.J. // BioSystems. 2005. V. 80. P. 145–154.Gould P.S., Bird H., Easton A.J. // BioTechniques. 2005. V. 38. P. 397–400.Shirokikh N.E., Alkalaeva E.Z., Vassilenko K.S., Afonina Z.A., Alekhina O.M., Kisselev L.L., Spirin A.S. // Nucl. Acids Res. 2010. V. 38. № 3. P. e15.Wen J.-D., Kuo S.-T., Chou H.-H.D. // RNA Biol. 2021. V. 18. № 11. P. 1489–1500.Tzareva N.V., Makhno V.I., Boni I.V. // FEBS Lett. 1994. V. 337. P. 189–194.Zheng X., Hu G.Q., She Z.S., Zhu H. // BMC Genomics. 2011. V. 12. P. 361.Ingolia N.T., Ghaemmaghami S., Newman J.R., Weissman J.S. // Science. 2009. V. 324. № 5924. P. 218–223.Andreev D.E., O’Connor P.B., Fahey C., Kenny E.M., Terenin I.M., Dmitriev S.E., Cormican P., Morris D.W., Shatsky I.N., Baranov P.V. // Elife. 2015. V. 4. P. e03971.Andreev D.E., O’Connor P.B., Zhdanov A.V., Dmitriev R.I., Shatsky I.N., Papkovsky D.B., Baranov P.V. // Genome Biol. 2015. V. 16. № 1. P. 90.Meydan S., Marks J., Klepacki D., Sharma V., Baranov P.V., Firth A.E., Margus T., Kefi A., Vázquez-Laslop N., Mankin A.S. // Mol. Cell. 2019. V. 74. № 3. P. 481–493.e6.Brar G.A., Weissman J.S. // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2015. V. 16. № 11. P. 651–664.Reid D.W., Shenolikar S., Nicchitta C.V. // Methods. 2015. V. 91. P. 69–74.Ingolia N.T., Hussmann J.A., Weissman J.S. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2019. V. 11. № 5. P. a032698.Weaver J., Mohammad F., Buskirk A.R., Storz G. // mBio. 2019. V. 10. № 2. P. e02819–18.Meydan S., Klepacki D., Mankin A.S., Vázquez-Laslop N. // Meth. Mol. Biol. 2021. V. 2252. P. 27–55.Vazquez-Laslop N., Sharma C.M., Mankin A., Buskirk A.R. // J. Bacteriol. 2022. V. 204. № 1. P. e0029421.O’Connor P.B., Andreev D.E., Baranov P.V. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 12915.Andreev D.E., O’Connor P.B., Loughran G., Dmitriev S.E., Baranov P.V., Shatsky I.N. // Nucl. Acids Res. 2017. V. 45. № 2. P. 513–526.Glaub A., Huptas C., Neuhaus K., Ardern Z. // J. Biol. Chem. 2020. V. 295. № 27. P. 8999–9011.Gerashchenko M.V., Gladyshev V.N. // Nucl. Acids Res. 2017. V. 45. № 2. P. e6.Marks J., Kannan K., Roncase E.J., Klepacki D., Kefi A., Orelle C., Vázquez-Laslop N., Mankin A.S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. № 43. P. 12150–12155.Vázquez-Laslop N., Mankin A.S. // Annu. Rev. Microbiol. 2018. V. 72. P. 185–207.Svetlov M.S., Koller T.O., Meydan S., Shankar V., Klepacki D., Polacek N., Guydosh N.R., Vázquez-Laslop N., Wilson D.N., Mankin A.S. // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. P. 2803.Li G.W., Oh E., Weissman J.S. // Nature. 2012. V. 484. № 7395. P. 538–541.Mohammad F., Woolstenhulme C.J., Green R., Buskirk A.R. // Cell Rep. 2016. V. 14. № 4. P. 686–694.Jin H., Zhao Q., Gonzalez de Valdivia E.I., Ardell D.H., Stenström M., Isaksson L.A. // Mol. Microbiol. 2006. V. 60. № 2. P. 480–492.Kosuri S., Goodman D.B., Cambray G., Mutalik V.K., Gao Y., Arkin A.P., Endy D., Church G.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 34. P. 14024–14029.Mutalik V.K., Guimaraes J.C., Cambray G., Mai Q.A., Christoffersen M.J., Martin L., Yu A., Lam C., Rodriguez C., Bennett G., Keasling J.D., Endy D., Arkin A.P.// Nat. Methods. 2013. V. 10. P. 347–353.Dessau R.B., Pipper C.B. // Ugeskr. Laeger 2008. V. 170. P. 328–330.Sanner M.F. // J. Mol. Graph. Model. 1999. V. 17. P. 57–61.Mirzadeh K., Martinez V., Toddo S., Guntur S., Herrgard M.J., Elofsson A., Norholm M.H., Daley D.O. // ACS Synth. Biol. 2015. V. 4. P. 959–965.Sauer C., van Themaat E.V.L., Boender L.G.M., Groothuis D., Cruz R., Hamoen L.W., Harwood C.R., van Rij T. // ACS Synth. Biol. 2018. V. 7. № 7. P. 1773–1784.Klausen M.S., Sommer M.O.A. // Meth. Mol. Biol. 2018. V. 1671. P. 3–14.Duan Y., Zhang X., Zhai W., Zhang J., Zhang X., Xu G., Li H., Deng Z., Shi J., Xu Z. // ACS Synth. Biol. 2022. V. 11. № 8. P. 2726–2740.Mutalik V.K., Guimaraes J.C., Cambray G., Lam C., Christoffersen M.J., Mai Q.-A., Tran A.B., Paull M., Keasling J.D., Arkin A.P., et al. // Nat. Methods. 2013. V. 10. P. 354–360.Bonde M.T., Pedersen M., Klausen M.S., Jensen S.I., Wulff T., Harrison S., Nielsen A.T., Herrgård M.J., Sommer M.O. // Nat. Meth. 2016. V. 13. P. 233–236.Komarova E.S., Slesarchuk A.N., Rubtsova M.P., Osterman I.A., Tupikin A.E., Pyshnyi D.V., Dontsova O.A., Kabilov M.R., Sergiev P.V. // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. № 20. P. 12293.Goodman D.B., Church G.M., Kosuri S. // Science. 2013. V. 342. № 6157. P. 475–479.Tuller T., Carmi A., Vestsigian K., Navon S., Dorfan Y., Zaborske J., Pan T., Dahan O., Furman I., Pilpel Y. // Cell. 2010. V. 141. № 2. P. 344–354.Allert M., Cox J.C., Hellinga H.W. // J. Mol. Biol. 2010. V. 402. № 5. P. 905–918.Pechmann S., Frydman J. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. № 2. P. 237–243.Bentele K., Saffert P., Rauscher R., Ignatova Z., Blüthgen N. // Mol. Syst. Biol. 2013. V. 9. P. 675.dos Reis M., Savva R., Wernisch L. // Nucl. Acids Res. 2004. V. 32. № 17. P. 5036–5044.Shah P., Ding Y., Niemczyk M., Kudla G., Plotkin J.B. // Cell. 2013. V. 153. № 7. P. 1589–1601.Kudla G., Murray A.W., Tollervey D., Plotkin J.B. // Science. 2009. V. 324. № 5924. P. 255–258.Welch M., Govindarajan S., Ness J.E., Villalobos A., Gurney A., Minshull J., Gustafsson C. // PLoS One 2009. V. 4. № 9. P. e7002.Welch M., Govindarajan S., Ness J.E., Villalobos A., Gurney A., Minshull J., Gustafsson C. // PLoS One. 2009. V. 4. № 9. P. e7002.Zhou M., Guo J., Cha J., Chae M., Chen S., Barral J.M., Sachs M.S., Liu Y. // Nature. 2013. V. 495. № 7439. P. 111–115.Navon S., Pilpel Y. // Genome Biol. 2011. V. 12. № 2. P. R12.Tuller T., Waldman Y.Y., Kupiec M., Ruppin E. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 8. P. 3645–3650.Subramaniam A.R., Pan T., Cluzel P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 6. P. 2419–2424.Zadeh J.N., Steenberg C.D., Bois J.S., Wolfe B.R., Pierce M.B., Khan A.R., Dirks R.M., Pierce N.A. // J. Comput. Chem. 2010. V. 32. № 1. P. 170–173.Lehning C.E., Siedler S., Ellabaan M.M.H., Sommer M.O.A. // Metab. Eng. 2017. V. 42. P. 194–202.Zhai W., Duan Y., Zhang X., Xu G., Li H., Shi J., Xu Z., Zhang X. // Synth. Syst. Biotechnol. 2022. V. 7. № 4. P. 1046–1055.Glanville D.G., Mullineaux-Sanders C., Corcoran C.J., Burger B.T., Imam S., Donohue T.J., Ulijasz A.T. // mSystems. 2021. V. 6. № 1. P. e00933–20.Cheung R., Insigne K.D., Yao D., Burghard C.P., Wang J., Hsiao Y.E., Jones E.M., Goodman D.B., Xiao X., Kosuri S. // Mol. Cell. 2019. V. 73. № 1. P. 183–194.e8.Andrianantoandro E., Basu S., Karig D.K., Weiss R. // Mol. Systems Biol. 2006. V. 2. P. 2006.0028.Reeve B., Hargest T., Gilbert C., Ellis T. // Front. Bioeng. Biotechnol. 2014. V. 2. P. 1–6.Chappell J., Jensen K., Freemont P.S. // Nucl, Acids Res. 2013. V. 41. № 5. P. 3471–3481.Chappell J., Jensen K., Freemont P.S. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 5. P. 3471–3481.Zhang L., Lin X., Wang T., Guo W., Lu Y. // Bioresour. Bioprocess. 2021. V. 8. № 1. P. 58.Seo S.W., Yang J.S., Kim I., Yang J., Min B.E., Kim S., Jung G.Y. // Metab. Eng. 2013. V. 15. P. 67–74.Seo S.W., Yang J.S., Cho H.S., Yang J., Kim S.C., Park J.M., Kim S., Jung G.Y. // Sci. Rep. 2015. V. 4. № 1. P. 4515.Zhu H., Wang Q. // Curr. Bioinformat. 2014. V. 9. P. 155–165.Laserson U., Gan H.H., Schlick T. // Nucl. Acids Res. 2005. V. 33. № 18. P. 6057–6069.